Роб.зош.фізіологія для зоофаку

МІНІСТЕРСТВО АГРАРНОЇ ПОЛІТИКИ УКРАЇНИ
БІЛОЦЕРКІВСЬКИЙ ДЕРЖАВНИЙ АГРАРНИЙ УНІВЕРСИТЕТ













РОБОЧИЙ ЗОШИТ

ДЛЯ ЛАБОРАТОРНИХ РОБІТ
З ФІЗІОЛОГІЇ СІЛЬСЬКОГОСПОДАРСЬКИХ ТВАРИН

Для біолого-технологічного факультету










Студент (ка)_________________________________________________

Група_________________курс__________________________________

Факультет___________________________________________________

Викладачі___________________________________________________






Біла Церква – 2006

УДК 636:612/076.5/


Затверджено методкомісією
факультету ветеринарної медицини
(Протокол № 3 від 4.04.2006 р.)




Склали: М.П. Ніщеменко, М.М. Саморай, С.С. Шмаюн, Т.Б. Прокопішина






Робочий зошит для лабораторних робіт з фізіології сільськогосподарських тварин: Методичні вказівки для студентів біолого-технологічного ф-ту / М.М. Саморай, С.С. Шмаюн, М.П. Ніщеменко Т.Б. Прокопішина .– Біла Церква. 2010.– 94 с.


Робочий зошит складено відповідно до програми з фізіології сільськогосподарських тварин. Кількість, перелік та порядок виконання робіт на лабораторних заняттях установлюється робочим планом вивчення курсу фізіології. Кожна робота розпочинається коротким теоретичним обгрунтуванням матеріалу для вивчення, що полегшує самостійну підготовку студентів до активного виконання лабораторних завдань.





Рецензенти: канд. біол. наук В.П. Сокольський
канд.вет. наук В.В. Малина














( БДАУ, 2010


І. ВСТУП
Основна мета робочого зошита – допомогти студентам біолого-технологічного факультету у підготовці до самостійної роботи на лабораторно-практичних заняттях з фізіології сільськогосподарських тварин.
При складанні цього посібника автори спирались на багаторічний досвід викладання дисципліни колективом співробітників кафедри нормальної і патологічної фізіології с.-г. тварин Білоцерківського державного аграрного університету. Студентам пропонуються роботи відповідно до програми курсу та з урахуванням бюджету часу, відведеного навчальним та робочим планами.
Кількість та перелік лабораторних робіт встановлюються робочим планом вивчення курсу фізіології окремо на стаціонарному і заочному відділеннях біолого-технологічного факультету.
Викладення матеріалу з предмету розпочинається з розділу “Нервово-м’язова фізіологія”. Проте не виключена можливість іншої послідовності виконання лабораторних робіт за розділами.
При підготовці до чергового лабораторного заняття студенти самостійно ознайомлюються із змістом та методикою виконання роботи. Вони також повинні вивчити відповідний теоретичний матеріал, який є в підручниках, з урахуванням зазначених у роботі конкретних питань по кожній з тем.
Під час лабораторно-практичних занять студенти самостійно проводять досліди, результати яких заносять у протокол, аналізують і за участю викладача роблять висновки.
По завершенні відповідної теми, згідно з робочими планами проводяться семінарські заняття, до яких студенти готуються по відповідних контрольних запитаннях.
РОБОТА 1.1. ТЕХНІКА БЕЗПЕКИ І ОЗНАЙОМЛЕННЯ З ОСНОВНОЮ АПАРАТУРОЮ, ОБЛАДНАННЯМ ТА ПІДДОСЛІДНИМИ ТВАРИНАМИ ФІЗІОЛОГІЧНОЇ ЛАБОРАТОРІЇ
Інструктаж з безпеки праці. Загальні вимоги безпеки праці.
1. До лабораторних і практичних занять студенти допускаються після проведення з ними інструктажу, ознайомлення з правилами поведінки в умовах виробництва, господарства, аудиторіях, манежах і операційній та з порядком виконання роботи, методами фіксації тварин.
2. Студенти повинні знати й дотримуватися правил особистої гігієни, підтримувати в чистоті робоче місце, обладнання, чистоту рук, обличчя та взуття.
3. Заходити в аудиторії слід з дозволу викладача або лаборанта чи ординатора.
Виконувати завдання занять можна лише з дозволу викладача.
5. В аудиторіях і тваринницьких приміщеннях забороняється їсти, пити воду, палити, користуватися вогнем, бігати та кричати.
В аудиторії і тваринницькі приміщення забороняється заходити у верхньому одязі, без халата та шапочки, заносити одяг, класти його під столи, на обладнання, вішати на стіни.
Небезпечними та шкідливими, що можуть спричинити травмування студентів під час робіт, є електричний струм, що використовується в приладах та освітлювальній мережі; хімічні реактиви, інструменти, лабораторний посуд і тварини, які використовуються для проведення занять.
Студенти повинні знати і дотримуватися основних правил пожежної безпеки.
Староста групи повинен стежити за дотриманням студентами правил безпеки та дисципліни.
При виявленні зіпсованого обладнання, приладів, інструментів, посуду, порушенні правил безпеки іншими студентами аварії, травмуванні потрібно негайно повідомити викладача. Співробітники кафедри забезпечують безпечні умови роботи для решти студентів, подають першу допомогу потерпілим, а при необхідності звертаються в медпункт або викликають швидку медичну допомогу.
Перед початком виконання роботи студент повинен знати :
правила користування приладами, обладнанням, інструментами;
порядок виконання роботи;
правила безпечного користування лабораторним посудом, хімічними реактивами;
правила надання першої медичної допомоги.

Вимоги безпеки праці перед початком занять
Перед початком занять необхідно:
одягнути халат і шапочку, зайняти робоче місце;
оглянути робоче місце, столи, стільці, обладнання, посуд, інструменти та прилади, які будуть використовуватися під час роботи, переконатися в їхній цілісності та справності;
оглянути електричні розетки, вимикачі, електропроводку, переконатися в їхній цілісності та справності перед вмиканням;
ознайомитися з правилами проведення роботи, завести і зафіксувати у станку тварин.

Вимоги безпеки праці під час занять та в умовах виробництва
Розпочинати досліджувати тварину можна з дозволу викладача.
Перед виконанням завдання слід переконатися в надійності фіксації тварин.
При виконанні завдання потрібно дотримуватися правил поводження із тваринами, не робити різких рухів і грубих окликів.
При надмірному неспокої тварини необхідно припинити виконання завдання, заспокоїти її.
До великої рогатої худоби потрібно підходити збоку, розмовляючи з нею, заспокоїти її поглажуванням шкіри шиї, за лопатками і вухами.
Для фіксації великої рогатої худоби здавлюють носову перегородку пальцями, щипцями або фіксують тварину, утримуючи за роги і носове кільце або накладаючи петлі із мотузки на тазові кінцівки.
До коней з обережністю підходять спереду і з боку (краще з лівого). Підійшовши до голови, беруть лівою рукою за уздечку, а правою погладжують шию, що заспокоює коня.
Біль у коней відволікають дерев’яною закруткою, накладаючи її на верхню губу або на вушну раковину. Можна використовувати металевий затискувач для стискування губи. Коней фіксують підняттям грудної або тазової кінцівки, фіксацією двох тазових кінцівок одночасно за допомогою парувальної шлеї або мотузки довжиною 4-5 м.
Собакам і котам одягають намордник або фіксують щелепи тясьмою.
При лабораторних дослідженнях використовують лише реактиви з етикетками або написами.
Луги, кислоти та інші реактиви набирають піпеткою з грушею або автоматичною піпеткою. Забороняється їх засмоктувати в піпетку ротом.
При використанні в дослідженнях та лікуванні тварин електричних приладів їх необхідно заземлити.
Слід бути уважним, дотримуватися дисципліни, підтримувати порядок і чистоту на робочому місці, де мають бути лише необхідні матеріали, прилади та інструменти.
При роботі з тваринами, підозрілими в захворюваннях, спільних для тварин і людини (анаеробна інфекція, бруцельоз, лейкоз та ін.), потрібно використовувати клейончасті фартухи, гумові чоботи та рукавиці.
Перед дослідженням норовистої тварини їй необхідно ввести нейролептики. Операції слід виконувати з обов’язковим використанням анестезуючих речовин або наркозу.
Фіксуючи голову тварини в стоячому положенні, студент повинен знаходитись збоку на відстані витягнутих рук.
Вести норовистих коней необхідно на розтяжці силою двох студентів, а бугаїв або буйних баранів – на палиці-водилі.
Фіксацію тварин на операційному столі або на підлозі в лежачому положенні слід виконувати на відстані витягнутих рук, знаходячись поза зоною руху незафіксованих кінцівок.
Перед початком роботи потрібно перевірити стан шкірного покриву своїх рук ( рани, подряпини та ін.), при необхідності провести обробку та використати хірургічні рукавиці.
Досліджуючи статеві органи і молочну залозу у коней, необхідно використовувати шлейку або підняти передню кінцівку досліджуваної сторони.
Студенту забороняється самовільно відлучатися з місця проведення лабораторних і практичних занять в аудиторії, манежі, стаціонарі, на тваринницькій фермі.
Під час роботи студентів на тваринницькій фермі забороняється без обслуговуючого персоналу заходити в денники, стійла або клітки, де утримуються жеребці, бугаї, барани, кнурі або підсисні свиноматки.

Вимоги безпеки праці після закінчення занять.
Після закінчення заняття необхідно дотримуватись таких вимог:
вивести тварину в станок де вона утримується;
навести порядок на робочому місці, поставити столи та стільці на місце, закрити вікна та кватирки;
вимкнути електричні прилади та обладнання, закрити крани у водопроводах;
скласти обладнання, прилади та інструменти у відповідне місце;
зняти спецодяг, вимити з милом руки;
вимкнути в аудиторії чи манежі освітлення.
Вимоги інструкції є обов’язковими для виконання студентами, які проходять лабораторні і практичні заняття в аудиторіях, манежах, операційній та умовах виробництва.
Невідкладна медична допомога
Ушиб – це закрите одиничне або численні ушкодження м’яких тканин .Виникає при ударі тупим предметом або падінні на тверду поверхню.
Допомога : холод на місце ушкодження, тиснуча пов’язка, за показанням – іммобілізація ушкодженої частини тіла.
Розтяг зв’язкового апарату виникає при ударі, падінні.
Допомога : холод на місце ушкодження, туга бинтова пов’язка або іммобілізація.
Рана – порушення цілісності шкіри або слизових оболонок, нерідко з ушкодженням тканин, що знаходяться глибше.
Допомога : зупинка кровотечі, обробка 5% спиртовим розчином йоду, накладання асептичної пов’язки.
Вивих кінцівки – це зміщення суглобових кінців кісток.
Перелом кінцівок – це порушення цілісності кістки за довжиною.
Допомога при вивиху і переломі : іммобілізація ушкодженої кінцівки, знеболення, госпіталізація у травматологічне відділення.
Електротравма – це ураження людини електричним струмом.
Допомога: якомога швидше припинення дії електричного струму. При цьому слід вимкнути рубильник або відвести від потерпілого дріт за допомогою сухої палиці, дошки.
Після звільнення потерпілого від дії струму при непритомності, відсутності дихання, пульсації на магістральних судинах приступають до реанімації.
Відмороження – це місцеве ушкодження тканин, спричинене впливом на них низької температури. При відмороженні легкого ступеня виконують обережний масаж уражених ділянок, якщо є пухирі, накладають асептичну ватно-марлеву пов’язку.
Опік – це ушкодження тканин у результаті впливу термічних, хімічних і електричних чинників. При опіках з потерпілого перед усім необхідно зняти обгорілий одяг. Частини одягу, що прилипли до паленої поверхні, не відривають, а обрізають навколо. На місці опіку накладають асептичну пов’язку, при обширних опіках потерпілого замотують у стерильне простирадло.
Кровотеча . Для артеріальної кровотечі характерне витікання крові яскраво-червоного кольору пульсуючим струменем, для венозного – повільне витікання крові темно-червоного кольору. При капілярній кровотечі кров витікає краплями.
Початковим прийомом, який дозволяє зменшити крововтрату – стиснення судини пальцем у рані або вище від місця ушкодження. Стиснути судину можна пальцями або фіксацією кінцівки в максимально зігнутому положенні.
Тугу тампонаду рани роблять стерильним марлевим тампоном з наступним накладанням тиснучої пов’язки.
Якщо за допомогою простих методів спинити артеріальну кровотечу не вдається, джгут накладають вище від рани, недалеко від краю. Перед накладанням джгута шкіру захищають прокладкою будь якої тканини. Джгут затягують до припинення кровотечі. Обов’язково фіксують час накладання джгута.
Хімічні опіки. При попаданні на шкіру неорганічних кислот , лугів – вражену шкіру і слизові оболонки необхідно негайно обмити великою кількістю холодної проточної води (10-15 хв). Услід за промиванням опікової поверхні розпочинають хімічну нейтралізацію агента ( кислоти нейтралізують 3 %-ним розчином натрію гідрокарбонату, а луги – 1-3 %-ним розчином оцтової, лимонної або борної кислоти).
Непритомність – це раптове короткочасне затьмарення свідомості, зумовлене гострою ішемією головного мозку.
Хворого кладуть із трохи опущеною головою і піднятими ногами (щоб посилити доступ крові до головного мозку), звільняють від тісного одягу, зігрівають грілками кінцівки, збризкують обличчя, груди холодною водою, розтирають ноги і руки, дають понюхати ватний тампон, змочений розчином аміаку (нашатирного спирту).
Якщо непритомність не зникає, негайно здійснюються заходи для підтримання дихання і кровообігу у такі послідовності :
1) забезпечення прохідності дихальних шляхів і застосування штучної вентиляції легень (методом із рота в рот або з рота в ніс);
2) укладення потерпілого на спину на тверду поверхню;
3)здійснення непрямого масажу серця в поєднанні із штучною вентиляцією легень.
Під шию хворого для розгинання голови підкладають одну руку, двома пальцями другої руки, покладеної на лоб, затискують ніс, після цього роблять глибокий вдих і , щільно обхопивши рот хворого, вдувають повітря. Правильність вдування контролюють за рухами грудної клітки. Видих відбувається пасивно, коли ніс і рот відкриті.
Якщо штучну вентиляцію легень роблять через ніс, рот хворого закривають, притиснувши нижню щелепу. Той, хто подає допомогу обхоплює ніс губами і робить вдування повітря. Цю процедуру застосовують у тих випадках, коли щелепи хворого щільно стиснуті або коли є травми губ, рота, нижньої щелепи.
Найпростішим і ефективним способом відновлення кровообігу є масаж серця з одночасною вентиляцією легень (на сприятливий прогноз можна сподіватися, коли масаж серця розпочато не пізніше як через 4хв. з моменту раптового припинення кровообігу).
Хворого кладуть на спину на тверду поверхню (на підлогу), розстібають або розрізають одяг, який стягує груди і живіт. Той, хто подає допомогу, стає на коліна збоку від потерпілого, ударяє кулаком із висоти 30 см точно в середню частину грудини, потім накладає кисть однієї руки на межі нижньої і середньої третини грудини а кисть другої руки – зверху, упоперек першої.
Ритмічними поштовхами натискують на грудину, добиваючись зміщення її до хребта на 4-5 см. Під час масажу серця в дорослих потрібно використовувати й масу свого тулуба – для цього руки мають бути випростані в ліктьових суглобах.
Після кожного поштовху руки не забирають із грудини, але натискування повністю припиняють – для того, щоб грудна клітка повернулася у вихідне положення. За часом періоди стискання і розслаблення повинні бути однаковими. Кількість поштовхів має становити – 80 за 1 хв.
Коли серцево-легеневу реанімацію робить одна особа, після кожних 2-3 вдувань повітря слід зробити 10-15 надавлювань на грудину.
Якщо ж реанімацію виконують дві особи, одна із них проводить штучну вентиляцію легень, а друга – непрямий масаж серця (після 1 вдування повітря роблять 4-5 натискувань на грудину). Правильність масажу серця контролюється за наявністю пульсових поштовхів на сонній або стегновій артерії, синхронних із натискуванням на грудину.
Ефективність заходів серцево-легеневої реанімації визначається такими ознаками: 1) звуження зіниць; 2) поява пульсу; 3) відновлення тонусу повік;
4) наявністю спонтанних дихальних рухів гортані; 5) поступове відновлення кольору шкіри і слизових оболонок.
Через кожні 2 хвилини проведення серцево-легеневої реанімації на кілька секунд переривають – для контролю появи пульсу.
Масаж серця і штучну вентиляцію легень слід продовжувати до відновлення діяльності серця і дихання.
Необхідно пам’ятати, що вміння вчасно надати першу медичну допомогу є обов’язком кожного, а для надання кваліфікованої медичної допомоги потрібно відразу ж викликати швидку допомогу.

1.1.2. Основна апаратура та обладнання фізіологічної лабораторії.
Фізіологія – наука експериментальна, тому при її вивченні широко застосовуються різні методи досліджень.
При дослідженні фізіологічних функцій у тварин як вітчизняні, так і зарубіжні вчені розробили велику кількість експериментальних методів із застосуванням різного лабораторного обладнання. При проведенні експерименту використовують прилади для подразнення тканин та органів, реєстрації рухів, для визначення тиску, температури тіла, кількості газів. Велике значення при вивченні нервових процесів мають прилади для відведення, посилення та реєстрації біострумів у клітинах, тканинах та органах.
Нижче подається описання приладів та інструментів, які найчастіше використовуються у фізіологічному експерименті.
Для подразнення збудливих тканин найчастіше використовується слабкий постійний чи змінний електричний струм. Змінний струм за допомогою випрямлячів перетворюється у постійний, який використовується для живлення індукційних апаратів. Останні дають короткочасні імпульси, які не викликають помітних змін у тканинах та органах.
Джерела електричного струму: гальванічні елементи, лужні та кислотні акумулятори, випрямлячі змінного струму.
Прилади, які змінюють силу струму: автотрансформатори, реостати, реохорди.
Індукційні апарати. Перемикачі сітки електричного струму, електромагнітні перемикачі, електромагнітні камертони, метроном-перемикач.
Електроключі та комутатори: ключ-рубильник, ключ Дюбуа-Реймона, ключ Гельмгольца, комутатори для перемикання струму з одного ланцюга на інший і для зміни напряму постійного струму.
Електричні стимулятори: імпульсний стимулятор ІСЕ-ОЛ, електростимулятор лабораторний ЕСЛ-2, електрометроном.
Електроди: стимулюючі та відвідні, переносні, поверхневі, такі, що поляризуються і не поляризуються, вживлені мікроелектроди та ін.
Реєструючі прилади: пневмограф, спірограф, кардіограф, капсула Марея, важіль Енгельмана, міографи, кімографи, чорнильні пера, стрічки для кімографів, механічні, електричні визначники часу.
Вимірювальні прилади: струнний та дзеркальний гальванометри, манометри, амперметри, вольтметри, мілівольтметри, термометри ртутні і електричні та інші прилади.
Прилади-перетворювачі неелектричних процесів в електричні (і навпаки): краплезаписувачі, механоелектричні, термоелектричні, фотоелектричні, індукційні датчики, первинні та вторинні перетворювачі, спеціальні реєструючі прилади (електрокардіограф, осцилограф медичний з пером, чорнильний реєстратор із транзисторним підсиленням, оксигемограф).
Допоміжні прилади, інструменти та пристосування: штативи, набір хірургічних інструментів (великий та малий), станки для фіксації (великий та малий), підставки, таблиці та ін.
Під керівництвом викладача студенти знайомляться з вищеназваним лабораторним обладнанням та його призначенням. Вивчають принципи будови різних приладів та замальовують схеми. Вчаться правильно використовувати обладнання згідно з інструкціями та матеріалами, які є в навчальних посібниках.
Під час занять викладач демонструє запис роботи окремих органів тварин важільним та повітряним методами (кардіографія у жаби, пневмографія у кролика та ін. ).
1.1.3. Піддослідні тварини.
Піддослідними можуть бути як лабораторні, так і сільськогосподарські тварини. Дослідження функції нервової системи, системи травлення, залоз внутрішньої секреції, аналізаторів, обміну речовин проводяться, в основному, на лабораторних тваринах: жабах, собаках, кроликах, морських свинках та ін. При вивченні розмноження та лактації, системи крові використовується велика рогата худоба, коні, свині.
У дослідах використовуються як інтактні тварини (що не використовувалися раніше), так і прооперовані. При цьому застосовується фістульний та інші оперативні методи з метою постановки довготривалих експериментів. Метод короткочасних гострих дослідів (вівісекція) застосовується на жабах, морських свинках та інших лабораторних тваринах. Досліди проводять на здорових тваринах, які утримуються у віварії фізіологічної лабораторії.
Контрольні питання.
1. Які джерела струму та прилади використовуються для подразнення тканин?
2. Як можна виміряти силу постійного струму?
3. Яка схема електроланцюга із застосуванням індукційного апарата?
4. Які є перемикачі сітки електричного струму та принципи їх роботи?
5. Види електродів. Коли застосовуються неполяризовані електроди?
6. Які основні прилади та обладнання фізіологічної лабораторії?
РОБОТА 1.2. ЗАГАЛЬНІ МЕТОДИ ФІЗІОЛОГІЧНИХ ДОСЛІДЖЕНЬ
Матеріали і обладнання. Піддослідні тварини (жаби, морські свинки, кролі, кішки, собаки), сільськогосподарські тварини (коза, вівця, корова, свиня, птиця); пробкові або парафінові столики, станки для фіксації тварин; вата, набір інструментів, маски для наркозу, ефір, хлороформ, 1%-ний розчин морфіну, 0,5%-ний розчин новокаїну, 10 %-ний розчин гексаналу, 10 %-ний розчин уретану, фізрозчин, розчин Рінгера, Рінгера-Локка, Тіроде.
1.2.1. Фіксація тварин.
Студенти самостійно засвоюють правила фіксації жаби на пробковій дошці або парафіновому столику за допомогою булавок; методику фіксації морських свинок, кроликів, собак та кішок на спеціальних операційних столах та в станках. Для дослідів та демонстрації собаку фіксують у станку з попереднім надіванням намордника чи петлі на нижню і верхню щелепи. Великих тварин фіксують у спеціальних станках або накладають фіксаційні щипці на носову перегородку, у коня – на верхню губу. Телят фіксують за допомогою рухомої петлі, а овець та кіз фіксують у звичайних станках.
1.2.2. Загальне та місцеве знеболювання.
Загальне знеболювання (наркоз) – це штучне зворотне пригнічення чи гальмування функції центральної нервової системи (ЦНС), яке супроводжується втратою чутливості та деяких рефлексів у результаті дії наркотичних препаратів. Наркоз проводиться у три етапи: промедикація, введення та основний наркоз.
Для промедикації використовують: аміназин, ромпун, компелен, промедол, димедрол. З успіхом застосовують суміші цих препаратів, які доповнюють один одного, седативно впливаючи на ЦНС. Частіше використовують суміш, до складу якої входять аміназин, промедол та димедрол.
Наркотичні препарати розподіляють на інгаляційні, або пульмональні (етиловий ефір, хлороформ) та неінгаляційні (тіопентал натрію, гексенал, хлоралгідрат, спирт етиловий).
Перед наркозом тварину обстежують, витримують на 12-годинній голодній дієті. Промедикацію проводять з урахуванням виду, віку, статі та індивідуальних особливостей тварини.

II. ФІЗІОЛОГІЯ М'ЯЗІВ I НЕРВІВ
Нервова та м'язова тканини відносяться до таких тканин в організмі, діяльний стан яких проявляється у формі збудження та скорочення і характеризується комплексом електричних, біохімічних, функціональних змін клітинних мембран. Особливе значення мають біоелектричні процеси, які обумовлюють проведення збудження по нервових волокнах та викликають скорочення попереково-смугастих та гладеньких м'язів. Вивчення цього розділу є необхідною умовою для послідовного вивчення фізіології центральної нервової системи та вищої нервової діяльності.
РОБОТА 2.1. ПРИГОТУВАННЯ НЕРВОВО-М'ЯЗОВОГО ПРЕПАРАТУ
Вивчення фізіології м'язів і нервів засноване на реєстрації біоелектричних явищ та механічних ефектів скорочення. Найбільш простим та зручним об'ектом для практичного вивчення цих явищ є нервово-м'язовий препарат, який являє собою едину функціональну систему литкового м'яза жаби та сідничого нерва, який його іннервує.
Контрольні питання.
1. Що являє собою нервово-м’язовий препарат?
2. Яка техніка приготування нервово-м’язового препарату?
Мета роботи. Опанувати техніку препарування в умовах фізіологічної лабораторії, вивчити і засвоїти нервово-м’язову фізіологію.
Матеріали і обладнання. Жаби, скляні пластинки, тазики, ножиці, пінцети, препарувальні голки та гачки, серветки, піпетки, 0,65 %-ний фізіологічний розчин.
Хід роботи
Жабу беремо у ліву руку і відрізаємо у неї ножицями верхню щелепу позаду очей. Голкою або зондом руйнуємо спинний мозок. Потім беремо жабу за задні кінцівки і опускаємо головою донизу, щоб внутрішні органи змістилися вперед. Після цього перерізаємо хребет між грудним та поперековим відділами. За допомогою марлі або фільтрувального паперу утримуємо однією рукою хребці задньої частини тулуба, а другою енергійним рухом знімаємо шкіру. Оголену частину тулуба поміщаємо на скляну пластинку, відрізаємо ножицями куприкову кістку та відділяємо праву лапку від лівої, розрізаючи таз у лобковому зчленуванні. У борозні стегна між двоголовим та напівперетинчастим м'язами знаходимо сідничний нерв. На всьому протязі відділяємо його скляним гачком від оточуючих тканин, бокові гілочки відрізаємо ножицями.
Кінчик хребця відрізаємо так, щоб сідничний нерв був з’єднаний із кусочком кістки. Стегнову кістку з оточуючими тканинами перерізаємо над колінним суглобом. На гомілці відділяємо литковий м’яз, попередньо перерізавши сухожилок. Гомілку відрізаємо нижче колінного суглоба. Залишається нервово-м’язовий препарат (сідничний нерв з литковим м’язом).
Препарат готуємо швидко, зволожуємо фізрозчином, не допускаючи висихання. Не слід брати нерв пальцями та металевими предметами.









РОБОТА 2.2. ВИВЧЕННЯ ЗБУДЛИВОСТІ ТА ПРОВІДНОСТІ НЕРВА I М’ЯЗА
Однією з основних властивостей живої тканини є збудливість, тобто здатність збуджуватися під впливом різних подразників.
Збудження, яке виникло, розповсюджується по нервовому волокну, про що свідчить скорочення м'яза. Збудливість властива нерву в будь-якій точці. При порушенні структури чи функціональних властивостей нерва, проведення збудження через певну ділянку не відбувається.
Контрольні питання.
1. Що таке збудливість та збудження?
2. Як відповідає на дію подразника нерв і м’яз?
3. Подразники, їх види і класифікація.
4. Який з подразників найбільш зручний для збудження тканин?
5. Які умови необхідні для нормальної діяльності нерва і м’яза?
6. Що таке пряме та непряме подразнення м’яза?
Мета роботи. Вивчити реакцію нервово-м’язового препарату на різні види подразників; визначити роль цілісності нервово-м’язового препарату у проведенні збудження.
Матеріали і обладнання. Жаби, набір хірургічних інструментів, індукційний апарат, спиртівка, скляні пластинки та палички, кухонна сіль (у кришталиках), розчин аміаку.
Хід роботи
а) Реакція нервово-м'язового препарату на різні види подразників
Нервово-м'язовий препарат з лапкою поміщаємо на чисту суху скляну пластинку.
Подразнюємо нерв: 1) електричним подразником (одноразові індукційні удари); 2) механічним подразником (щипок пінцетом); 3) термічним подразником (нагріта скляна паличка); 4) хімічним подразником (кришталик NаСl).
Цими ж подразниками діємо безпосередньо на м’яз і спостерігаємо за відповідною реакцією.










б) Роль цілісності нервово-м'язового препарату у проведенні збудження.
1) Нерв розміщуємо на електроді, подразнюємо його індукційним струмом різної сили і спостерігаємо за реакцією у відповідь на подразнення. Потім нерв перев’язуємо ниткою і центральну частину, що лежить далі від м'яза, подразнюємо струмом.
На нерв піпеткою наносимо краплю аміаку. Через 2–3 хв нерв подразнюємо індукційним струмом.
2) М’яз подразнюємо індукційним струмом і слідкуємо за реакцією у відповідь. Потім перерізаємо м’яз на дві частини і подразнюємо одну з них, спостерігаємо за реакцією.
Результати протоколюємо, замальовуємо рисунки, записуємо висновки.








РОБОТА 2.3. ВПЛИВ ПОДРАЗНИКІВ РІЗНОЇ СИЛИ НА М'ЯЗОВЕ СКОРОЧЕННЯ
Залежність сили м'язового скорочення від сили подразника вивчаємо за допомогою індукційного струму та електронного стимулятора. Для таких досліджень найбільш доцільним є використання індукційних апаратів, тому що за їх допомогою легко дозувати силу подразнень.
Контрольні питання.
1. Що таке допорогова, порогова та надпорогова сила подразнення?
2. Оптимум і песимум ритму та сили подразнення за Введенським.
3. Що таке реобаза та хронаксія?
4. Парабіоз.
Мета роботи. Визначити допорогову, порогову та надпорогову силу подразника.
Матеріали і обладнання. Литковий м'яз, установка для подразнення електричним струмом, кімограф і міограф.
Хід роботи
Литковий м'яз жаби закріплюємо на міографі та з'єднуємо з електродами індукційного апарата. Знаходимо таку силу індукційного струму, при якій м'яз не відповідає на подразнення. Потім збільшуємо поступово силу струму, одночасно подразнюючи м'яз і визначаючи порогову силу струму. Збільшуємо силу струму і подразнюємо до тих пір, поки амплітуда скорочень не перестане змінюватись. У всіх випадках записуємо величину скорочення м'яза на кімографі, який повільно обертаеться. Замальовуємо схеми та міограми і записуємо висновки.








РОБОТА 2.4. ВИДИ М'ЯЗОВИХ СКОРОЧЕНЬ
В умовах експерименту скелетний м'яз на поодиноке подразнення відповідає поодиноким скороченням. Однак в організмі поодинокі м'язові скорочення властиві тільки м'язу третьої повіки і серцевому м’язу, який скорочується у відповідь на поодинокі імпульси, що надходять з синусного вузла.
Скелетні м'язи в організмі людини і тварини залежно від частоти імпульсів, що надходять із центральної нервової системи, скорочуються за принципом гладкого та зубчастого тетанусу.
Контрольні питання.
1. Аналіз кривої поодинокого скорочення м'яза.
2. Що таке латентний період і як визначити його величину?
3. Види м'язових скорочень та методи їх отримання.
4. Теорії, що пояснюють механізм м'язового скорочення.
5. Контрактура м'яза та умови її виникнення.
6. Механізм м'язового скорочення.
Мета роботи. Спостереження та запис на кімографі поодиноких м'язових скорочень, зубчастого (неповного) та гладкого (повного) тетанусу.
Матеріали і обладнання. Жаба, набір інструментів, універсальний штатив, міограф. кімограф, установка для подразнення електричним струмом, електрокамертон, ізотонічний розчин NаСІ, електромагнітний лічильник часу.
Хід роботи
а) Поодиноке м 'язове скорочення.
На універсальному штативі закріплюємо міограф з литковим м'язом, а під ним – електромагнітний лічильник часу та електрокамертон, які підключаємо до первинної мережі. У верхній і нижній кінці литкового м'яза вводимо електроди від індукційного апарата, до важільця міографа підвішуємо вантаж – до 10 г. Пера всіх приладів знаходяться на поверхні кімографа на одному рівні по вертикалі. Установлюємо порогову силу подразника, а потім струм підсилюємо до отримання оптимального скорочення м'яза, яке фіксується на барабані кімографа. Визначаємо час латентного періоду, період скорочення та розслаблення поодинокого м'язового скорочення.









б) Тетанічне скорочення.
1. Зубчастий, або неповний тетанус.
Для запису тетанічних скорочень використовуємо ту ж саму установку, але без електрокамертона чи електромагнітного лічильника часу.
У первинну мережу включаємо переривач, який працює з частотою 10 – 16 разів на секунду. Скорочення м'яза записуємо на кімографі, який повільно обертається.
2. Гладкий, або повний тетанус.
Дослід проводимо на тому ж м'язі, але переривач працює частіше – 20 разів на секунду. Скорочення м'яза записуємо на кімографі. Замальовуємо схеми та міограми скорочень, записуємо висновки.









РОБОТА 2.5. СПОСТЕРЕЖЕННЯ ЯВИЩА ВТОМИ М'ЯЗА ПІД ЧАС ЙОГО РОБОТИ
Послаблення або повне припинення діяльності м'яза після тривалого часу роботи називається втомою. Стан втоми викликається рядом факторів. Першим з них є накопичення у працюючому м'язі продуктів обміну речовин (зокрема молочної кислоти, що утворюється у великій кількості при розщепленні глікогену та деяких інших продуктів), які погіршують працездатність м'язових волокон. Деякі з метаболітів, а також іони К+ пригнічують збудливість клітинної мембрани та здатність клітини генерувати потенціал дії.
Іншим фактором втоми м'яза є поступова втрата енергетичних речовин. Коли м'яз працює тривалий час, в ньому різко зменшується кількість глікогену, внаслідок чого гальмується ресинтез АТФ та креатинфосфату, необхідних для здійснення скорочення.
Явище втоми також настає в системі нерв – міоневральний синапс – м'яз. Синапс, який має найменшу лабільність, погіршує свою роботу, Швидше настає втома м'яза при частому скороченні та великому навантаженні.
Контрольні питання.
1. Теорії, що пояснюють причини втоми м'яза.
2. Хімізм м'язового скорочення.
3. Як змінюється міограма при втомі?
Мета роботи. Показати залежність м'яза від ритму подразнення та навантаження.
Матеріали і обладнання. Литковий м'яз, акумулятор, індукційний апарат, електроди, ключ, електрометроном, кімограф, ергограф Массо.
Хід роботи
а) Запис кривої втоми м'яза жаби.
До важіля міографа з литковим м'язом підвішуємо вантаж (10 г), м'яз подразнюємо індукційним струмом під сигнали метронома з таким ритмом, щоб м'яз встигав розслабитись. На барабані кімографа, який обертається з невеликою швидкістю, записуємо скорочення м'яза до повного припинення обертання. Замальовуємо схему та міограму втоми м'яза. Робимо висновки і записуємо в зошит.







б) Запис кривої втоми м'яза пальця людини (ергографія).
Для проведення досліду руку кладемо в станок ергографа. На середній палець надіваємо петлю, яка з'єднана з вантажем через блок, інші пальці фіксуємо на ручці ергографа. Піддослідний згинає та розгинає палець, піднімаючи та опускаючи вантаж в такт ударів метронома. Рухи пальця передаються на важіль, перо якого записує криву на барабані кімографа, що знаходиться в горизонтальному положенні. Записуємо криву втоми при одному і тому ж вантажі, але з різним ритмом скорочення. Після відпочинку повторюємо дослід, змінюючи величину вантажу, але без зміни ритму скорочень. Криві міограм замальовуємо, записуємо висновки.








РОБОТА 2.6. ВПЛИВ ВЕЛИЧИНИ НАВАНТАЖЕННЯ НА РОБОТУ М'ЯЗА ТА ВИЗНАЧЕННЯ АБСОЛЮТНОЇ СИЛИ М'ЯЗА
Робота м'яза вимірюється в кілограмометрах або грамсантиметрах і залежить від величини піднятого вантажу, помноженої на висоту, на яку цей вантаж піднято. При поступовому збіль-шенні вантажу амплітуда м'язових скорочень спочатку зростає, а потім швидко знижується. Робота м'яза зі збільшенням вантажу також зростає, досягаючи максимуму, а потім поступово зменшується. Сила м'яза визначається максимальною величиною вантажу, який він у змозі підняти. Для порівняння сили різних м'язів використовують показник абсолютної сили м'яза. Він виражається відношенням максимальної сили м'яза до його фізіологічного поперечника.
Контрольні питання.
1. Що таке ізотонічні, ізометричні та робочі м'язові скорочення?
2. Що таке сила м'яза, від чого вона залежить, які є види сили м'яза?
3. Як впливає тренування на силу м'яза?
4. Механізм м'язового скорочення.
5. Робота м'яза та її визначення.
Мета роботи. Визначити силу литкового м'яза жаби та визначити роботу, яку він виконує при різних навантаженнях.
Матеріали і обладнання. Жаба, набір інструментів, ізотонічний розчин, міограф, набір вантажів, акумулятор, індукційний апарат, циркуль Вебера.

Хід роботи
Готуємо литковий м'яз жаби. Для кращого порівняння м'язові скорочення записуємо на барабані кімографа на відстані 0,5 см одне від одного. До важіля, що розташований нижче, підвішуємо вантаж 10 г і подразнюємо м'яз, на кімографі записуємо висоту м'язового скорочення.
Поступово збільшуємо навантаження, подразнюючи м'яз однією силою струму. Записуємо на кімографі ряд м'язових скорочень при навантаженнях 10, 20, 30, 40, 50, 100, 120, 150, 180, 200, 220, 250 грамів і т. д.
Знаходимо вантаж, при якому м'яз не в змозі скорочуватись. Вага вантажу, який м'яз у змозі ледве підняти, визначає його максимальну силу.

№п/п

Вага вантажу Р, (г)

Висота скорочення Н, (мм, см)
Робота м'яза W=Рh (г /мм, г/ см)


1

10






2
20



3

30






4

40






5

50






6
60



7

80






8

100






9

120






10

150






11

180






12

200






13

220






14

250






15

і т. д.







Потім визначаємо роботу м'яза, яку він виконує при кожному збільшенні вантажу, за формулою: W=Рh.
У результаті виконаної м'язом роботи переконуємося, що максимальну роботу м'яз виконує при середніх навантаженнях (закон середніх навантажень).







РОБОТА 2.7. БІОЕЛЕКТРИЧНІ ЯВИЩА В ТКАНИНАХ
(ДОСЛІДИ ГАЛЬВАНІ ТА МАТЕУЧЧІ)
У кінці XVIII століття вчений Гальвані висловив гіпотезу про наявність електроенергії у тварин. В одному з експериментів вчений спостерігав скорочення лапок жаби при їх контакті з металевими пластинами. В досліді без металу Гальвані отримав скорочення м'язів реоскопічної лапки жаби, відпрепарований сідничний нерв якої накидали скляною паличкою на пошкоджену та непошкоджену ділянки м'яза іншої реоскопічної лапки.
Матеуччі показав, що скорочення реоскопічної лапки може виникнути, коли її сідничний нерв знаходиться на м'язах іншої реоскопічної лапки, яка в цей час скорочується (вторинний тетанус). В обох випадках подразниками будуть біоструми різного походження, які утворюються в тканинах.
Контрольні питання.
1. Що таке біоструми, їх види?
2. Теорії виникнення біострумів.
3. Методи реєстрації біострумів та їх значення для клінічної практики.
Мета роботи. Виявити наявність біострумів дії, спокою та пошкодження в досліджуваному нервово-м'язовому препараті та реоскопічній лапці.
Матеріали і обладнання. Неполяризуючі електроди, мілівольтметр, ключ, установка для електричного подразнення, фізіологічний розчин, набір інструментів, скляна пластинка, пробковий або парафіновий столик.
Хід роботи
а) Спостереження за непрацюючим непошкодженим м’язом.
Готуємо реоскопічну лапку, поміщаємо її на парафіновий столик. До литкового м'яза прикладаємо неполяризуючі електроди, з'єднані з мілівольтметром, замикаємо мережу. Відмічаємо зміну положення стрілки мілівольтметра.







б) Спостереження за непрацюючим пошкодженим м'язом.
Робимо надріз литкового м'яза в одному місці і прикладаємо один неполяризуючий електрод до пошкодженої частини, а другий електрод до непошкодженої частини м'яза. Замикаємо мережу і слідкуємо за положенням стрілки мілівольтметра.






в) Дослід Гальвані без металу.
Беремо дві реоскопічні лапки. Литковий м'яз однієї з них надрізаємо і скляною паличкою накидаємо сідничний нерв іншої лапки на пошкоджену та непошкоджену ділянки м'яза.







г) Вторинний тетанус.
Дослід проводимо на двох реоскопічних лапках. Нерв першої лапки накладаємо на електроди індукційного апарата, а нерв другої лапки накидаємо на литковий м'яз першої лапки. Індукційним струмом подразнюємо сідничний нерв першої лапки та слідкуємо за станом першої та другої лапок.







д) Спостереження біострумів у працюючому серці жаби.
У жаби вирізаємо серце і кладемо його на годинникове скельце з розчином Рінгера. До передсердь під'єднуємо один електрод, а до шлуночка серця інший, слідкуємо за положенням стрілки мілівольтметра.
Після виконання кожної роботи замальовуємо схеми, рисунки, записуємо висновки.







Неполяризуючі електроди готуються з двох скляних трубок довжиною 3 – 4 см, діаметром 4 – 5 мм. Нижні кінці електродів закриті каоліном, замішаним на фізрозчині. Трубки закріплені в штативі та заповнені насиченим розчином ZnS04. В кожну трубку вставлена цинкова пластинка з проводом.

РОБОТА 2.8. ДІЯ ПОСТІЙНОГО ЕЛЕКТРИЧНОГО СТРУМУ НА НЕРВ
Постійний електричний струм здійснює полярну дію на збудливу тканину. Ця дія полягає в тому, що в момент замикання мережі постійного струму, збудження у нерві або м'язі виникає завжди тільки на катоді, а в момент розмикання – тільки на аноді.
Зміна фізіологічних властивостей тканини в ділянці електродів при замиканні та розмиканні мережі постійного струму називається електротоном.
Контрольні питання.
1. Де і коли виникає збудження в нерві при дії на нього постійного електричного струму середньої сили?
2. Що таке фізіологічний електротон, в чому його суть та які види електротона існують?
3. Як змінюється чутливість нерва на аноді та катоді при проходженні через нього постійного струму середньої сили?
4. Яке практичне застосування закону дії постійного електричного струму на нерв?
Мета роботи. Виявити закон полярної дії постійного електричного струму на нерв та м'яз. Виявити зміни збудливості нерва в ділянці катода (кателектротон) та анода (анелектротон).
Матеріали і обладнання. Жаба, набір інструментів, акумулятор, реохорд, індукційний апарат, ключ, неполяризуючі електроди, штатив з фіксатором для закріплення реоскопічної лапки, нашатирний спирт.
Хід роботи
а) Закон полярної дії постійного струму.
Готуємо реоскопічну лапку та закріплюємо її в штативі, а нерв від лапки накидаємо на неполяризуючі електроди. Знаходимо постійний електричний струм середньої величини, замикаємо та розмикаємо мережу і слідкуємо за результатами при нисхідному струмі (катод повинен бути ближче до м'яза) та при висхідному струмі (ближче до м'яза знаходиться анод). Потім на нерв між електродами наносимо краплину нашатирного спирту та через 3–4 хв повторюємо подразнення при висхідному та нисхідному струмі. Результати досліду протоколюємо та аналізуємо.









б) Фізіологічний електротон.
Для досліду беремо свіжу реоскопічну лапку і закріплюємо в штативі. Нерв препарату поміщаємо на неполяризуючі електроди при незамкненій мережі постійного струму середньої сили. Біля електроду, розташованого поблизу м'яза, підставляємо до нерва електроди від індукційної котушки та визначаємо мінімальний поріг подразнення. Після цього замикаємо мережу постійного струму, і знову визначаємо мінімальний поріг подразнення при нисхідному, а потім при висхідному струмі середньої сили.
Замальовуємо схеми, робимо висновки щодо зміни збудливості нерва на аноді та катоді.








III. ФІЗІОЛОГІЯ ЦЕНТРАЛЬНОЇ НЕРВОВОЇ СИСТЕМИ
Центральна нервова система здійснює регуляцію і координацію всіх органів та систем організму, а також забезпечує взаємозв'язок організму з навколишнім середовищем. Основною структурною одиницею нервової системи є нейрон, основним актом нервової діяльності є рефлекс. Мета цього розділу – допомогти студенту розібратися із закономірностями цієї складної частини фізіології.
РОБОТА 3.1. РЕФЛЕКСИ СПИННОГО МОЗКУ
Рефлексом називається складна біологічна реакція організму на дію подразника за участю центральної нервової системи. Суть рефлексу полягає в передачі збудження, що виникло в рецепторі, по аферентному волокну в робочий центр, де проходить його аналіз та синтез, а по еферентному волокну збудження надходить до робочого органа. Ділянка тіла, подразнення якої викликає здійснення того чи іншого рефлексу, називається рецептивним полем цього рефлексу.
Контрольні питання.
1. Що таке рефлекс, рефлекторна дуга, які її складові?
2. Яка роль окремих частин рефлекторної дуги?
3. Рецептори та їх види.
4. Що таке рецептивне поле?
5. Що таке час рефлексу і від чого він залежить?
Мета роботи. Дослідити спинномозкові рефлекси та їх рецептивні поля у жаби.
Матеріали і обладнання. Жаби, набір інструментів, штативи з гачками, метроном або секундомір, розчини сірчаної кислоти (0,1, 0,3, 0,5, 1%-ні), клаптики фільтрувального паперу 4 – 6 мм, банка з водою.
Хід роботи
а) Час рефлексу та його залежність від сили подразника.
Готуємо спінальну жабу і підвішуємо її за нижню щелепу на гачок штатива. Включаємо метроном. Занурюємо задню лапку жаби в 0,1%-ний розчин сірчаної кислоти і підраховуємо кількість ударів метронома або кількість секунд за секундоміром від моменту занурення лапки до настання рефлекторної відповіді. Повторюємо дослід через 2–3 хв, використовуючи розчини сірчаної кислоти різної концентрації (0,3, 0,5 та 1%-ний). Після дії кислоти кожний раз жабу обмиваємо, занурюючи її в банку з водою.







б) Роль рецепторів у здійсненні рефлексів.
Клаптик фільтрувального паперу, змочений у 0,5 %-ному розчині сірчаної кислоти, кладемо пінцетом на шкіру жаби в ділянці сідничних м'язів. Спостерігаємо за реакцією у відповідь, а потім змиваємо папір водою. Після цього ножицями зрізаємо шкіру в ділянці сідничних м'язів і накладаємо клаптик фільтрувального паперу, змочений сірчаною кислотою. Спостерігаємо за реакцією у відповідь.








в) Роль аферентних та еферентних нервових волокон у здійсненні рефлексів. Дослід з перерізанням сідничного нерва.
Пальці задньої лапки жаби опускаємо в 0,5 %-ний розчин сірчаної кислоти і спостерігаємо за відповідною реакцією. Потім розрізаємо шкіру стегна, скляним гачком розсуваємо м'язи, оголюємо і перерізаємо сідничний нерв. Повторюємо дослід, діючи на лапку механічними (щипок пінцетом) та хімічними подразниками.




г) Роль нервових центрів у здійсненні рефлексів.
Клаптик фільтрувального паперу, зволожений 0,5 %-ним розчином сірчаної кислоти, почергово наносимо на верхні та нижні частини тіла жаби і спостерігаємо за відповідними реакціями. Потім зондом руйнуємо верхній відділ спинного мозку і повторюємо дослід з дією механічних і хімічних подразників на різні частини тіла. Руйнуємо весь спинний мозок і повторюємо дослід. Відмічаємо результати і записуємо висновки.







РОБОТА 3.2. ВЛАСТИВОСТІ НЕРВОВИХ ЦЕНТРІВ
Нервовий центр – це сукупність нейронів центральної нервової системи, які регулюють певні функції. У здійсненні ряду рефлексів беруть участь нервові клітини, розташовані не в одній зоні, а в різних відділах центральної нервової системи, а тому нервовий центр є поняттям швидше фізіологічним, ніж анатомічним. Нервові центри мають ряд загальних властивостей, зумовлених здебільшого особливостями механізму синаптичної передачі імпульсів та структурою нейронних ланок, які беруть участь в утворенні нервових центрів. Нервова діяльність включає в себе два взаємно протилежні процеси – збудження та гальмування. Існує декілька видів гальмування, які мають різну природу і різну локалізацію.
Контрольні питання.
1. Суть процесу іррадіації.
2. Полегшення проведення збудження і втома нервових центрів.
3. Як встановити втому в нервових центрах?
4. Сумація збудження та її види.
5. Центральне гальмування за І. М. Сєченовим.
6. Суть трансформації ритму і сили подразнення.
7. Механізм гальмування одного рефлексу іншим.
Мета роботи. 1. Виявити такі властивості нервових центрів, як сумація, іррадіація, полегшення проведення збудження і втома. 2. Вивчити деякі види гальмування спинномозкових рефлексів.
Матеріали і обладнання. Жаби, штативи з гачками, установка для подразнення, метроном, препарувальний набір, ексикатор, 0,5 %-ний розчин сірчаної кислоти, кришталики NаСl, фільтрувальний папір, розчин Рінгера, гумові кільця, стрихнін, хлороформ, банка з водою.
Хід роботи
а) Сумація збудження в нервових центрах.
Спінальну жабу підвішуємо на штативі за нижню щелепу. До задньої лапки підводимо електроди від індукційного апарата. Знаходимо допорогову силу струму, замикаючи та розмикаючи мережу. Потім підсилюємо імпульси і помічаємо, на якому числі імпульсу жаба відсмикне лапку (рефлекторна відповідь).








б) Іррадіація збудження в нервових центрах.
Подразнюємо задню лапку жаби струмом порогової сили і спостерігаємо за реакцією у відповідь. Потім максимально збільшуємо силу струму і знову подразнюємо. Порівнюємо отриману реакцію з попередньою.








в) Полегшення проведення збудження. Втома нервових центрів.
Визначаємо час рефлексу на дію 0,5 %-ного розчину сірчаної кислоти. Такий дослід повторюємо багаторазово. Результати записуємо, порівнюємо і робимо висновки.








г) Гальмування спинномозкових рефлексів на кислоту дією більш сильного подразника.
Визначаємо час рефлексу задньої кінцівки жаби на кислоту. Потім у ділянці стегна перетягуємо лапку гумовим кільцем і знову визначаємо час рефлексу.







д) Гальмування спинномозкових рефлексів за I. М. Сєченовим.
У жаби розтинаємо черепну порожнину і оголюємо головний мозок. У ділянці зорових горбів мозок перерізаємо впоперек і видаляємо передню частину. Жабу підвішуємо на штатив і через декілька хвилин визначаємо час рефлексу на кислоту. Дослід проводимо два-три рази. Потім на зорові горби кладемо кришталики NаСl. Через 1–2 хв знову визначаємо час рефлексу на кислоту. Після цього кришталики знімаємо, місце розрізу промиваємо розчином Рінгера і знову визначаємо час рефлексу.







е) Зміна збудливості центральної нервової системи під впливом стрихніну і хлороформу.
Жабі вводимо в лімфатичний мішок 1 мл 0,1 %-ного розчину стрихніну. Потім поміщаємо тварину на скляну пластину і покриваємо скляним ковпаком. Через кожні 1–2 хв перевіряємо збудливість постукуванням по краю скла. Спочатку на подразнення жаба не реагує, потім поступово починає підстрибувати, а згодом з'являються судоми.
Для визначення впливу хлороформу, жабу поміщаємо в ексикатор, кладемо шматочок вати, змоченої хлороформом. Спочатку тварина сидить спокійно, потім починає посилено рухатись і зрештою заспокоюється. Після цього знімаємо ковпак з ексикатора і розпочинаємо перевірку стану нервових центрів. Крім механічних подразнень, використовуємо сильний індукційний струм. Залежно від стану наркозу жаба буде реагувати по-різному, а може взагалі не давати відповіді, що свідчить про зниження або відсутність збудливості нервових центрів.








IV. ВИЩА НЕРВОВА ДІЯЛЬНІСТЬ
Кора великих півкуль головного мозку і найближчі до неї підкіркові утворення є вищим відділом центральної нервової системи. Складні рефлекторні реакції, що здійснюються цим відділом, складають основу нервової діяльності тварин і спрямовані, передусім, на координацію взаємовідносин організму з навколишнім середовищем як єдиного цілого. Основним методом вивчення вищої нервової діяльності є метод умовних рефлексів. Виробляючи у тварин в лабораторних чи природних умовах умовні рефлекси, досліджуючи механізм їх вироблення і одночасно спостерігаючи за поведінкою тварин, можна пізнати основні закономірності роботи великих півкуль, фактори і мотиви, які визначають поведінку тварин, їх взаємовідносини в групах. Отримані знання дозволять правильно організувати утримання і експлуатацію тварин в умовах сільськогосподарського виробництва.
РОБОТА 4.1. ВИРОБЛЕННЯ УМОВНИХ РЕФЛЕКСІВ
Існують наступні загальні правила вироблення умовних рефлексів, незалежно від конкретно використаної методики:
а) спочатку дія умовного подразника, а потім безумовного;
б) умовний подразник за силою має бути оптимальним, повинен викликати орієнтувальну реакцію;
в) тварина має бути клінічно здоровою, центри рефлекторної дуги повинні знаходитись в тонусі;
г) під час утворення рефлексу тварину необхідно оберігати від впливу сторонніх подразників.
Контрольні питання.
1. Умовний рефлекс як форма прояву вищої нервової діяльності.
2. Які умови необхідні для вироблення умовних рефлексів?
3. Класифікація умовних рефлексів.
4. Рефлекторна дуга умовного рефлексу.
5. Практичне значення вчення І. П. Павлова про умовні рефлекси для тваринництва.
Мета роботи. 1. В умовах фізіологічної лабораторії виробити у собаки рухово-харчовий умовний рефлекс "біг до годівниці". 2. Виробити у людини захисний умовний рефлекс.
Матеріали і обладнання. Дослідна тварина (собака), корм (молоко, м'ясо), ручний і електричний дзвоники, індукційна котушка, випрямляч, контактні електроди.
Хід роботи
а) Вироблення рухово-харчового умовного рефлексу у собаки.
Перед дослідом протягом 8–10 годин собаку витримують на голодній дієті. Для вироблення рухово-харчового умовного рефлексу застосовують два подразники: індиферентний (ручний дзвінок) і безумовний (корм). Спочатку дзвонять ручним дзвінком, а через 2–3 с після цього собаці дають корм у певному місці приміщення. Такі комбінації повторюють до тих пір, поки тварина почне бігати до годівниці на один лише звук дзвінка. Це і буде свідченням того, що в неї виробився рухово-харчовий умовний рефлекс «біг до годівниці».









б) Вироблення рухово-захисного умовного рефлексу у людини.
Дослід проводять на людях, які виявили бажання. Для проведення досліду людина сідає спиною до експериментатора і кладе вказівний і середній пальці на пластинчасті електроди, які з'єднані з індукційною котушкою. Експериментатор знаходить таку силу індукційного струму, яка б викликала реакцію відсмикування руки від електродів. Індиферентний подразник (звучання електричного дзвінка) застосовують раніше на 2–3 с від замикання ланцюга електричного струму. Так повторюють декілька разів до тих пір, поки виробиться умовний рефлекс на звучання електричного дзвінка. Замальовують схеми рефлекторної дуги умовного і безумовного рефлексів.









РОБОТА 4.2. ГАЛЬМУВАННЯ УМОВНИХ РЕФЛЕКСІВ
Умовні рефлекси легко піддаютъся гальмуванню за дії різних сторонніх подразників. Це пояснюється тим, що будь-який новий подразник викликає у тварини або людини орієнтовний рефлекс, який гальмує умовну реакцію.
Розрізняють декілька видів гальмування в корі головного мозку:
а) зовнішнє (безумовне) і запорогове гальмування, яке є різновидністю зовнішнього гальмування;
б) внутрішнє (умовне) гальмування, яке поділяється на диференційоване, запізнювальне, умовне гальмо і згасаюче гальмування.
Контрольні питання.
1. Що таке зовнішнє (безумовне) і внутрішнє (умовне) гальмування умовних рефлексів?
2. Види і приклади внутрішнього гальмування.
3. Фізіологія сну. Види сну.
4. Гіпнотичні фази сну.
Мета роботи. В дослідах, проведених на собаках, простежити за різними видами гальмувань умовно-рефлекторної діяльності кори головного мозку.
Матеріали і обладнання. Тварина з штучним рухово-харчовим умовним рефлексом (біг до годівниці на звучання ручного дзвінка), корм, годівниця, електричний і ручний дзвінки.
Хід роботи
1. Зовнішнє (безумовне) гальмування.
У звичайних умовах діють умовним подразником (ручний дзвінок) і переконуються в наявності у тварини стійкої рухової умовно-рефлекторної реакції (біг до годівниці).
Потім при повторенні досліду, поряд з подачею умовного рефлекторного сигналу, діють сильним зовнішнім подразником (стук у двері або шум стільців при швидкому вставанні студентів). Спостерігають за реакцією тварини.









2. Внутрішнє (умовне) гальмування.
а) Диференційоване гальмування.
У тварин перевіряють наявність умовного рефлексу – біг до годівниці на звучання ручного дзвінка. Переконавшись у наявності цього рефлексу, вмикають другий подразник – електричний дзвінок і враховують зворотну реакцію. Досліди проводять з інтервалом 2–3 хв, почергово застосовуючи то один, то другий умовний подразник. При цьому ручний дзвінок підкріплюють безумовним подразником – дачею корму, а електричний дзвінок не підкріплюють.








б) Згасаюче гальмування.
У тварини перевіряють наявність умовного рефлексу – біг до годівниці на звучання ручного дзвінка. Потім застосовують той же умовний подразник – ручний дзвінок з інтервалом 2–3 хв, не підкріплюючи його харчовим подразником. Досліди повторюють до того часу, поки тварина перестане бігати до годівниці. Замальовують схеми рефлекторних дуг зовнішнього і внутрішнього гальмування умовних рефлексів. Роблять висновки.








V. ФІЗІОЛОГІЯ АНАЛІЗАТОРІВ
Аналізатор – це спеціалізована система, яка проводить аналіз подразників, діючих із внутрішнього і зовнішнього середовища, і з допомогою якої тварина отримує інформацію про навколишній світ.
Кожен аналізатор складається з трьох відділів – рецепторного або периферійного, провідникового і кіркового або центрального. Кірковий відділ є вищим відділом аналізатора, саме тут відбувається найточніший аналіз зовнішніх і внутрішних подразників, що дозволяє тварині знаходитись в тісному зв'язку з оточуючим середовищем і певним чином реагувати на всі його зміни.
Вивчення функції аналізаторів проводять за різними методами, серед яких найширше застосування отримав метод умовних рефлексів.
РОБОТА 5.1. ВИВЧЕННЯ ЗОРОВОГО АНАЛІЗАТОРА
Аналізатор зору забезпечує сприйняття і аналіз світлових подразників, а також форм, величин і просторових розташувань навколишніх предметів.
Зоровий аналізатор дає більше 90% інформації про навколишнє середовище. Завдяки прогресуючому розвитку в процесі еволюції саме зорових механізмів, у мозку хижаків і приматів відбувались різкі зміни, які привели до його значної досконалості.
Зорове сприйняття – складний багатоланцюговий процес, який починається зі збудження фоторецепторів і закінчується прийняттям рішення кірковим відділом аналізатора про наявність у полі зору того чи іншого зорового образу.
Перш, ніж світловий промінь досягне фоторецепторів, він декілька разів заломлюється в оптичних середовищах очного яблука: рогівці, водянистій волозі передньої і задньої камер ока, кришталику і склоподібному тілі.
Контрольні питання.
1. Аналізатори і їх основні властивості.
2. Будова зорового аналізатора.
3. Як здійснюється адаптація ока до освітлення різної сили?
4. Що таке акомодація ока, її механізми?
5. Що таке рефракція ока?
6. Функції паличкоподібних і колбочкоподібних клітин сітківки.
7. Як регулюється діаметр зіниці ока?
Мета роботи.
1. Встановити наявність взаємозв'язків між інтенсивністю освітлення ока і діаметром зіниці.
2. Встановити наявністъ сліпої плями на сітківці.
3. Вивчити оптичні властивості ока на його моделі.
4. Навчитись проводити офтальмоскопію у сільськогосподарських і лабораторних тварин.
Матеріали і обладнання. Таблиця Маріотта, лінза, свічка, екран, офтальмоскоп, 0,5%-ний розчин атропіну, тварини (теля, вівця, собака, кріль), станки для фіксації тварини.
Хід роботи
а) Реакція зіниці на світло.
Дослід на людині. Досліджуваного студента ставлять обличчям до денного світла. Дослідник відзначає діаметр його зіниць: 1) до початку досліду; 2) в той час, коли одне око закрите; 3) після відкриття закритого ока; 4) після 30-секундного закриття обох очей.









б) Визначення сліпої плями на сітківці.
Дослід Маріотта. Для проведення досліду малюнок Маріотта з колом і хрестиком на чорному папері відсовують від очей на відстань витягнутої руки. Студент закриває ліве око, а правим дивиться на коло, розташоване з лівого боку малюнка. Малюнок повільно пересувають до тих пір, поки зникне хрестик.







в) Види рефракції ока.
Оптичні властивості ока вивчають на його моделі в затемненій кімнаті. Сітківкою слугує екран, заломлюючі середовища ока замінює двовипукла лінза, а свічка є одночасно джерелом світла та предметом, зображення якого отримують на екрані.
Змінюючи відстань між екраном і лінзою, а потім між лінзою і предметом, отримують образ предмета, характерний для нормального, близькозорого і далекозорого ока.








г) Дослідження дна ока у тварин (офтальмоскопія).
Дослід проводять у затемненій кімнаті. Перед дослідженням тварині закапують в око 1–2 краплини 0,5 %-ного розчину атропіну для усунення акомодації. Джерело світла розташовують позаду голови тварини. Промінь світла ловлять офтальмоскопом і направляють на зіницю досліджуваного ока для освітлення дна. Через отвір в офтальмоскопі розглядають колір дна ока, кровоносні судини, які розташовані в ньому, сосочок зорового нерва.








РОБОТА 5.2. ВИВЧЕННЯ СЛУХОВОГО АНАЛІЗАТОРА
Слуховий аналізатор, як і зоровий, відноситься до дистантних аналізаторів. Важливу роль у людини відіграє слух в зв'язку з розвитком мови.
Адекватним подразником для органа слуху є звукова хвиля. Звукові коливання досягають слухових рецепторів, які розташовані в завитку внутрішнього вуха. Перш, ніж звукова хвиля досягне рецепторних клітин кортієвого органа, вона проходить через систему утворень: зовнішній слуховий прохід, барабанну перетинку, слухові кісточки, рідину лабіринту і основну перетинку завитка.
Механізм передачі звукових коливань до рецепторних клітин кортієвого органа відбувається за принципом резонансу, що стало основою для створення відповідної теорії слуху.
Вивчення функції деяких відділів аналізатора слуху можливе при проведенні окремих дослідів.
Контрольні питання.
1. Будова зовнішнього і середнього вуха.
2. Будова внутрішнього вуха.
3. Що таке кортіїв орган? Його будова.
4. Який ще аналізатор, крім аналізатора слуху, розташований у внутрішньому вусі?
5. Чим обумовлене явище резонансу?
6. Теорії слуху.
Мета роботи.
1) Встановити наявність проведення звукових хвиль не тільки через повітряне середовище, а й через кістки черепа.
2) Проаналізувати таку загальну властивість аналізаторів, як адаптація.
3) Встановити наявність моноурального і біноурального визначення локалізації джерела звуку.
Матеріали і обладнання: камертони, молоточок, вата, пов'язка для очей.
Хід роботи
а) Визначення локалізації джерела звуку.
Людина сідає на стілець спиною до дослідника. Їй накладають пов'язку на очі. Камертон, який звучить, розташовуть позаду досліджуваного і від середньої лінії поступово переміщають у горизонтальному та вертикальному напрямках. Визначають, на якій відстані він встановлює зміни в локалізації джерела звуку.
Потім в одне вухо закладають ватний тампон і повторюють дослід. Відзначають погіршення у визначенні місцезнаходження джерела звуку в зв'язку з тим, що моноуральний слух значно гірший від біноурального.






б) Визначення повітряної і кісткової провідності звуку.
Резонатор камертона, який звучить, прикладають до тімені і тримають до зникнення відчуття сприйняття звуку. Потім підносять камертон до вуха досліджуваного. Звук знову сприймається. Відзначають, що кісткова провідність звуку гірша, ніж повітряна.







в) Слухова адаптація.
Камертон, який звучить, підносять до вуха і тримають до тих пір, поки звук зникне. Потім віддаляють камертон на 1–2 с і знову підносять до вуха. Звук знову чути.







г) Демонстрація явища резонансу.
Два однакових камертони ставлять на відстані 0,5 м один від одного. Вдаряють молоточком по одному з камертонів. Звучання цього камертона викликає звучання іншого камертона. Потім на місце першого камертона ставлять новий камертон з іншим періодом коливання і відзначають відсутність резонансу.






РОБОТА 5.3. ВИВЧЕННЯ АНАЛІЗАТОРА ШКІРИ
Аналізатор шкіри, як і інші аналізатори, відіграє важливу роль у житті тварини, тому що завдяки йому вона сприймає подразники навколишнього світу. В шкірі розташовані рецептори, які сприймають слабкі подразнення (дотик), більш сильні подразнення (тиск), температурні подразнення (холод і тепло), больові подразнення. Найбільше в шкірі рецепторів тиску і болю, менше температурних. Больові подразнення сприймаються рецепторами, які розташовані не тільки в шкірі, а й у інших ділянках організма – в м'язах, суглобах, кістках, кровоносних судинах, очеревині, плеврі та ін. Деякі органи (печінка, нирки, слизова оболонка шлунка і кишечнику, легені) не мають больових рецепторів.
Мозковий відділ аналізатора шкіри отримує імпульси від рецепторів шкіри по аферентних шляхах, які проходять через зорові горби.
Контрольні питання.
1. Які рецептори розташовані в шкіряному покриві?
2. Чому поріг тактильної чутливості неоднаковий на різних ділянках шкіри? Від чого це залежить?
3. Особливості розташування холодових і теплових рецепторів.
4. Якими властивостями нервових центрів зумовлені послідовні температурні образи?
Мета роботи.
1) Визначити просторові пороги тактильної чутливості різних ділянок шкіри.
2) Встановити наявність адаптації у тактильних рецепторів до тривалої дії подразника.
Матеріали і обладнання. Циркуль або естезіометр, тепло і холод, горошинки або намисто, мідні монети, секундомір.
Хід роботи
а) Визначення просторових порогів тактильної чутливості у людини.
Досліджуваного садять на стілець і зав'язують пов'язкою очі. Розсувають на декілька міліметрів ніжки естезіометра і прикладають до різних ділянок шкіри: до кінчика пальця, до внутрішньої і зовнішньої поверхні долоні, передпліччя, плеча, шиї і спини.
Відзначають, на якій відстані відчувається дотик двох ніжок естезіометра як однієї. Отримані дані оформляють у вигляді таблиці.







б) Дослід Арістотеля.
Вказівним і середнім пальцями перекочують горошину. Потім пальці перехрещують і повторюють дослід. Порівнюють відчуття, отримані в обох випадках.







в) Послідовні температурні образи.
До лоба досліджуваного прикладають нагріту мідну монету і залишають її на 30 с. Потім монету знімають, а отримані відчуття аналізують. Відзначають скільки часу (в секундах) вони тривають. Такий же дослід повторюють з холодною монетою.







VI. ФІЗІОЛОГІЯ ТРАВЛЕННЯ. ТРАВНИЙ КАНАЛ ТА ЙОГО ОСНОВНІ ФУНКЦІЇ
Основною умовою життєдіяльності організму є обмін речовин, який постійно протікає на різних рівнях – як всередині клітин, так і між ними, в органах, системах, а також між організмом та зовнішнім середовищем.
Основні компоненти корму – білки, жири, вуглеводи – це високомолекулярні сполуки, які не можуть проникнути через канали клітинних мембран. Вони попередньо повинні бути перероблені до більш простих молекул.
Травлення – це фізіологічний процес, який полягає в перетворенні поживних речовин корму із складних хімічних сполук у більш прості, доступні для засвоєння організмом.
Процес травлення проходить у травному каналі, який умовно ділять на три відділи: передній, середній та задній. До переднього відділу належить ротова порожнина, глотка і стравохід; до середнього – шлунок і відділ тонких кишок; до заднього – відділ товстих кишок. Травний канал включає також залози (слинні, підшлункову та печінку), секрети яких виливаються в порожнину травного каналу. Передній відділ травного каналу необхідний для захоплення, пережовування, змочування та ковтания корму, середній є місцем основної хімічної обробки корму та всмоктування продуктів гідролізу, а в задньому відділі проходить обробка перетравлених залишків корму, всмоктування води та формування фекалій.
Стінка травного каналу від стравоходу до прямої кишки покрита чотирма шарами: слизовою оболонкою, шаром гладких м'язів, підслизовою та серозною оболонками. Компоненти травних соків синтезуються секреторними клітинами залоз, розташованими в слизовій оболонці ротової порожнини, стравоходу, шлунка, кишечнику, а також клітинами травних залоз.
Загальні принципи травлення однакові для всіх видів домашніх тварин, але структура і форма відділів їх травного каналу мають значні відмінності, що обумовлено характером живлення.
Поряд з функцією розщеплення корму, його зберігання, абсорбції поживних речовин, переміщення і викидання неперетравлених залишків, травний канал виконує обмінну, синтетичну (за участю мікроорганізмів) та інкреторну функції. Спеціальні ендокринні клітини слизової оболонки тонкого кишечнику інкретують біологічно активні поліпептиди, які регулюють виділення харчотравних секретів.
Основні типи травлення
Розрізняють три основні типи травлення: внутрішньоклітинне, порожнинне та мембранне. У малоорганізованих представників тваринного світу, наприклад, простіших, відбувається клітинне травлення шляхом піноцитозу та фагоцитозу.
Клітинне травлення полягає в тому, що в клітині є спеціальні ділянки, з яких формуються піноцитозні міхурці, або так звані фагоцитозні вакуолі. За допомогою цих утворень одноклітинні організми захоплюють харчовий матеріал і перетравлюють його своїми ферментами.
Порожнинне травлення характерне для вищих тварин. Воно проходить у системі органів, яка називається травним каналом.
Мембранне травлення – це ферментативне розщеплення корму в слизовій оболонці тонкого кишечнику, яке проходить при контакті ворсинок слизової оболонки з субстратом, який розщеплюється.

Суть процесу травлення
Механічні процеси – це процеси, які призводять до зміни структури і фізичних властивостей корму – щільності, консистенції, розмірів частинок і т. д. Це відбувається в результаті пережовування, скорочення м'язів шлунково-кишкового каналу, впливу рідкої частини травних соків.
Фізико-хімічні процеси – це процеси, які сприяють набуханню частинок корму, збільшенню їх поверхневого натягу, активізації ферментів, підвищенню розчинності солей.
Біологічні процеси – це процеси послідовного ферментативного гідролізу харчових полімерів спочатку до проміжних продуктів, а потім до мономерів, при поступовому проходженні корму по відділах шлунково-кишкового каналу.
Ферментативна система травного каналу містить в собі: а) ферменти травних секретів, що виділяються внутрішньостінними або застінними травними залозами; б) ферменти, що утворюються мікроорганізмами травного каналу; в) ферменти, які є в рослинних кормах.
У травленні білків беруть участь протеази, вуглеводів – карбоангідрази; нуклеїнових кислот – нуклеази; жирів – ліпази.
Встановлено тісну залежність секрету і активності ферментів від характеру травлення тварин. Так, у м'ясоїдних та хижих переважають протеази, у травоїдних – карбоангідрази. Спектр ферментів змінюється з віком тварин, що обумовлено зміною умов травлення.
Мікробіальна переробка корму здійснюється бактеріями і простішими, які населяють різні відділи шлунково-кишкового каналу.
Особливо інтенсивно ці процеси протікають в передшлунках у жуйних тварин, у менш інтенсивній формі вони проходять в сліпій та ободовій кишках у коней, кролів і ін.
Травлення за участю мікроорганізмів називається симбіонтним. При цьому мікроорганізми за допомогою ферментів розщеплюють та утилізують поглинуті хазяїном харчові речовини, а сам хазяїн використовує продукти життєдіяльності мікроорганізмів, а також вторинну їжу, до складу якої входять симбіонти. Це явище спостерігається в основному у жуйних тварин.
РОБОТА 6.1. ВИДІЛЕННЯ СЛИНИ НА ХАРЧОВІ Й НЕЇСТІВНІ РЕЧОВИНИ
Секрет слинних залоз – слина змочує корм, а муцин, що входить до її складу, робить його слизьким – це полегшує ковтання корму. В слині деяких тварин (свині) є амілолітичні ферменти – амілаза та мальтаза. На неїстівні речовини, які потрапляють в ротову порожнину, виділяється слина, збіднена ферментами. Така слина називається відмивною.
У діяльності слинних залоз відзначається зміна рефлекторної реакції та здатність травного каналу пристосовуватись до різних видів кормів.
Контрольні питання.
1. Які є методи вивчення слиновиділення?
2. Що таке латентний період слиновиділення?
3. Як визначити умовний та безумовний рефлекс слиновиділення?
4. Рефлекторна дуга безумовного та умовного рефлексів слиновиділення?
5. Яка кількість слини виділяється на різні подразники і чим це можна пояснити?
Мета роботи. Спостереження за секреторною діяльністю слинних залоз: 1) коли працює слинна залоза? 2) який механізм її регуляції та довжина латентного періоду слиновиділення? 3) які речовини викликають виділення секрету слинних залоз? 4) як змінюється функція слинних залоз залежно від фізичних та хімічних властивостей подразника?
Матеріали і обладнання. Ножиці, вата, спирт, ефір, мендєлєєвська замазка, спиртівка, штатив з пробірками, металева лійка, градуйована пробірка; корми: хліб, сухарі, сухарний та м'ясний порошки, м'ясо, молоко; неїстівні речовини: пісок та 0,3%-ний розчин соляної кислоти; секундомір, гумова груша, вода, віскозиметр.
Хід роботи
Дослід проводять на собаці з хронічною фістулою підщелепної залози за Павловим-Глинським (1895). Операція полягає в тому, що відпрепарована протока підщелепної слинної залози виводиться в міжщелепний простір і підшивається до країв шкіряної рани.
Підготовка до досліду. Фістульну собаку, яку витримували на голодній дієті 16 – 18 годин, ставлять в станок. Ефіром висушують шкіру біля слинної протоки. Нагрітою мендєлєєвською замазкою приклеюють лійку до шкіряного покриву в області слинної протоки. До лійки прикріплюють градуйовану пробірку для збирання та вимірювання кількості слини.
а) Спостереження за натуральним умовним рефлексом слиновиділення. Собаці показують корм (хліб, м'ясо) і фіксують час появи першої краплі слини.






б) Рефлекторне виділення слини на харчові та неїстівні речовини. Собаці дають послідовно різні корми (див. протокол досліду), вимірюючи їх кількість за величиною сухої речовини. Кожний вид корму згодовують протягом однакового часу – однієї хвилини. В кожному випадку слину збирають протягом 1,5 хв, починаючи з моменту дачі подразника. Між окремими фрагментами досліду роблять перерву в 2–3 хв. Неїстівні речовини засипають в ротову порожнину.
Виділену на кожний з подразників слину виливають у пронумеровані пробірки, визначаючи її кількість та записуючи в протокол досліду. Отримані результати аналізують і роблять відповідні висновки.






в) Визначення в’язкості слини.
Нижній кінець капіляра віскозиметра закривають, а через верхню лієчку наливають 1 мл дистильованої води. Відкривають нижній кінець і відмічають, за скільки секунд вода пройде через капіляр. Таким же чином визначають швидкістъ проходження через капіляр 1 мл слини з кожної проби.
Визначають коефіцієнт відносної в'язкості, розділивши час проходження слини через капіляр на час проходження води через той же капіляр.
Протокол досліду
Найменування подразника

Кількість подразника, г

Час дії под-разника, хв

Час збирання слини, хв

Кільк. виділ. слини, мл

В’язкість
слини


1. Сухарі

10,0

1

1,5






2. Сухарний порошок
10,0
1
1,5



3. Свіжий хліб
20,0
1
1,5



4. М’ясо сире
40,0
1
1,5



5. М'ясний порошок
10,0
1
1,5



6. Молоко
200,0
1
1,5



7. Пісок
10,0
1
1,5



8. Розчин соляної
кислоти

50,0
1
1,5








РОБОТА 6.2. ВИЗНАЧЕННЯ ФЕРМЕНТАТИВНИХ ВЛАСТИВОСТЕЙ СЛИНИ
У слині людини та деяких тварин (свині) є амілолітичні ферменти – амілаза та мальтаза (глюкозідаза). У слині коней кількість амілолітичних ферментів незначна, у жуйних вони майже відсутні. Фермент амілаза розщеплює крохмаль до дисахариду мальтози, а мальтаза, в свою чергу, розщеплює мальтозу до глюкози.
Контрольні питання.
1. Які фізико-хімічні властивості слини?
2. Ферменти слини жуйних та особливості слиновиділення у цих тварин.
3. Яке значення слини?
4. Оптимальні умови, необхідні для дії слинних ферментів.
5. Особливості слини, виділеної різними залозами.
Мета роботи.
1) Встановити наявність амілолітичних ферментів у слині людини і свині та їх відсутність у слині собаки і теляти.
2) Встановити, що дія ферментів слини проявляється тільки за певних умов середовища.
Матеріали і обладнання. Розбавлена слина свині, теляти, собаки, людини, 1 %-ний розчин крохмалю, 10 %-ний розчин NаОН, 0,5%-ний розчин соляної кислоти, розчин Люголя, водяна баня, термометр, олівець по склу, штативи, нумеровані пробірки, лієчка з ватою для збирання слини людини, скляні палички, мірні піпетки.
Хід роботи
Розбавлену слину людини отримують перед початком досліду. Для цього в ротову порожнину із стакана набирають воду. Через 1–2 хвилини воду разом зі слиною фільтрують.
Протокол досліду

Вміст пробірки
Результати

1.
2.
3.
4.
5.

6.

7.
1 мл слини людини + 2 мл 1%-ного крохмального клейстеру
1 мл слини свині + 2 мл 1%-ного крохмального клейстеру
1 мл слини теляти + 2 мл 1%-ного крохмального клейстеру
1 мл слини собаки + 2 мл 1%-ного крохмального клейстеру
1 мл прокип'яченої слини людини + 2 мл 1%-ного крохмального клейстеру
1 мл слини людини + 5 крап. 0,5%-ного розчину НС1 + 2 мл 1%-ного крохмального клейстеру
1 мл слини людини + 5 крап. 10 %-ного NaОН + 2 мл 1%-ного крохмального клейстеру



Спочатку в пробірку наливають слину, а потім додають розчин крохмального клейстеру. Пробірки струшують, фіксують час і поміщають у водяну баню при температурі 38 – 40 °С на 10 хвилин. Через 10 хвилин пробірки виймають з водяної бані, ставлять в штатив, і в кожну вносять по декілька крапель розчину Люголя. Читають реакцію на йод і записують результати та висновки.











РОБОТА 6.3. СЕКРЕЦІЯ ШЛУНКОВОГО СОКУ
Для вивчення закономірностей соковиділення на різні види корму та для отримання чистого шлункового соку без домішків слини і кормових речовин використовують тварин з ізольованими шлуночками.
Секреція шлункового соку проходить у дві фази.
Перша фаза – складнорефлекторна, під час якої шлунковий сік виділяється в результаті подразнення рецепторів ротової порожнини при прийомі корму, а також при сприйманні запаху корму, його виду. Фаза продовжується 0,5 – 1,5 год.
Друга фаза – нейрогуморальна. Вона обумовлена впливом екстрактивних речовин корму та продуктів його розщеплення, які всмоктались в кров. Тривалість цієї фази 4 – 6 год.
Контрольні питання.
1. Особливості шлункової секреції у свиней.
2. Фази секреції шлункового соку і їх механізм.
3. Вплив різних видів кормів на інтенсивність секреції соку.
4. Роль механорецепторів слизової оболонки шлунка.
5. Вплив симпатичної та парасимпатичної нервової систем на секрецію шлункового соку та моторику шлунка.
Мета роботи.
1) Прослідкувати за секрецією в ізольованому шлуночку при годівлі поросяти за І.П. Павловим.
2) Визначити реакцію шлункового соку.
3) Визначити роль механорецепторів у секреції шлункового соку.
Матеріали і обладнання. Порося з ізольованим шлуночком за І.П. Павловим, або собака з фістулою шлунка за В.А. Басовим, станок, стакан для збирання шлункового соку, мірний циліндр або градуйована пробірка, 5-хвилинний пісковий годинник, лакмусовий папір, корм.
Хід роботи
а) Секреція шлункового соку у поросяти з ізольованим шлуночком за І.П. Павловим.
Перед дослідом тварину витримують на голодній дієті 16 – 18 год. Поміщають в станок, до фістули прикріплюють стаканчик для збирання соку. На протязі перших 15 хвилин з інтервалом 5 хв збирають шлунковий сік, заміряють його кількість (для встановлення фону секреції), потім тварині згодовують 0,5 кг вареної картоплі і продовжують визначати шлункову секрецію на протязі 1–1,5 год через кожні 5 хвилин. За допомогою лакмусового папірця визначають реакцію соку. Ведуть протокол досліду та будують графік секреції шлункового соку.






б) Роль механорецепторів у секреції шлункового соку.
Тварину, що була на голодній дієті, поміщають в станок, підвішують стаканчик для збирання шлункового соку. Визначають фон секреції, для чого декілька разів через кожні 5 хв збирають шлунковий сік та заміряють його кількість. Потім гумовий балон вводять через фістулу і гумовою грушею надувають. Балон тримають в шлунку 15–20 хв, а потім виймають. Шлункову секрецію визначаємо під час подразнення і після нього. Визначають реакцію шлункового соку лакмусовим папером. Ведуть протокол досліду, замальовують графік секреції шлункового соку.





РОБОТА 6.4. ДІЯ ФЕРМЕНТІВ ШЛУНКОВОГО СОКУ НА БІЛКИ
Шлунковий сік – прозора рідина, до складу якої входить 0,4 – 0,8% сухої речовини. В зв'язку з наявністю соляної кислоти, має кислу реакцію. В шлунковому соці є декілька видів ферментів: пепсин розщеплює білки до альбумоз і пептонів; хімозин (ренін) – викликає зсідання білка молока; шлункова ліпаза – розщеплює, в основному, жири на гліцерин та жирні кислоти. Крім ферментів в шлунковому соці є соляна кислота та шлунковий слиз.
Контрольні питання.
1. Фізико-хімічні властивості шлункового соку.
2. Ферменти шлункового соку та умови, необхідні для їх дії.
3. Значення соляної кислоти шлункового соку.
4.Кількісні та якісні показники шлункового соку, який виділяється різними відділами слизової оболонки (у фундальній та пілоричній частинах, на великій та малій кривизні).
5. Вплив різних кормів на перетравлювальну силу шлункового соку.
Мета роботи.
1) Визначити травну силу пепсину і реніну на білки та казеїноген молока.
2) Встановити роль соляної кислоти в активації ферментів та травленні білків.
3) Визначити протеолітичну активність шлункового соку.
Матеріали і обладнання. Натуральний шлунковий сік, нейтралізований шлунковий сік, кип'ячений шлунковий сік, 0,5%-ний розчин соляної кислоти, фібрин, паличка Метта, пробірки, штативи, піпетки на 2 мл, спиртівка, водяна баня, олівець по склу, термостат, термометр.
Хід роботи
а) Дія шлункового соку на фібрин.
Дослід проводять у чотирьох пронумерованих пробірках за такою схемою:
№ пробірки
Реактиви

Результати


1.
2 мл 0, 5%-ної соляної кислоти + 2 нитки фібрину




2.
2 мл натурального шлункового соку + 2 нитки фібрину




3.
2 мл нейтралізованого шлункового соку + 2 нитки фібрину




4.
2 мл прокип’яченого шлункового соку + 2 нитки фібрину




Всі пробірки ставлять у водяну баню при t 38–40°С на 30 хвилин, після чого записують результати дослідів.







б) Дія шлункового соку на білки молока.
Дослід проводять у чотирьох пронумерованих пробірках за такою схемою:
№ пробірки
Реактиви

Результати


1.
2 мл молока + 3 краплі 0,5%-ного соляної кислоти




2.
2 мл молока + 3 краплі натурального шлункового соку




3.
2 мл молока + 3 краплі нейтралізованого шлункового соку


4.
2 мл молока + 3 краплі прокип’яченого шлункового соку


Пробірки струшують, ставлять у водяну баню на 10 хв, після чого записують результати дослідів та роблять висновки.








в) Визначення протеолітичної активності пепсину за Меттом.
Палички Метта готують раніше. Для цього скляні трубки діаметром 1 мм заповнюють яєчним білком і ставлять в кип'ячу воду на 6–8 хв для зсідання білка. Потім палички виймають і їх кінці заклеюють менделеєвською замазкою. Так вони зберігаються в гліцерині до вживання. Перед дослідом їх ріжуть на шматки по 2 см і опускають по 2 шматки в пробірку з шлунковим соком, для визначення його перетравлювальної сили. Пробірки на 24 год залишають в термостаті при температурі 38°С. Потім палички виймають, поміщають на міліметровий папір, визначають довжину (в мм) перетравленої частини білка на кожному кінці палички і виводять середню.







РОБОТА 6.5. ЕВАКУАЦІЯ ВМІСТУ ШЛУНКА В КИШЕЧНИК
Перехід вмісту шлунка в кишечник проходить невеликими порціями. В цьому процесі активну участь бере пілоричний сфінктер, котрий періодично закривається та відкривається. Відкриття сфінктера відбувається тоді, коли в пілоричну частину переходить кислий хімус, а в дванадцятипалій кишці реакція ще лужна. Закриття сфінктера спостерігається відразу, як тільки з шлунка в дванадцятипалу кишку переходить порція кислого хімусу. Таким чином, соляна кислота залежно від подразнюваного рецептивного поля викликає різну реакцію сфінктера. Швидкість переходу вмісту шлунка в кишечник залежить від його температури, реакції, ступеня подрібнення, осмотичного тиску.
Запиральний пілоричний рефлекс було встановлено Сердюковим в 1899 р. в лабораторі
·ї І.П. Павлова.
Контрольні питання.
1. Фактори, які впливають на відкриття пілоричного сфінктера.
2. Інтервал роботи пілоричного сфінктера.
3. Які рецептори розташовані в області пілоруса?
Мета роботи. Визначити вплив температури, реакції середовища на швидкість переходу хімусу з шлунка в дванадцятипалу кишку.
Матеріали і обладнання. Собака з фістулою шлунка за В.А. Басовим, станок, лійка, гумова трубка з корком, мірний циліндр, термометр, десятихвилинний годинник, вода тепла та холодна, 1%-ний розчин соди, 0,3%-ний розчин соляної кислоти, рослинна олія.
Хід роботи
Собаку, яка була на голодній дієті 16–18 годин, ставлять в станок. У фістульну трубку вставляють корок з гумовою трубкою, до якої прикріплюють лійку.
Через лійку в шлунок почергово заливаємо вищезгадані рідини і залишаємо кожну з них на 10 хв, після чого рідину виливаємо з шлунка. За різницею введеної та виведеної рідини визначаємо швидкість її евакуації в кишечник. Отримані результати записуємо в таблицю:


п/п
Назва розчину

Залито, мл

Залишилось, мл

Евакуювалось, мл


1.
1%-ний розчин соди

200 мл






2.
0,3%-ний розчин НСl

200 мл






3.
Холодна вода

200 мл





4.
Тепла вода

200 мл














РОБОТА 6.6. ДІЯ ЖОВЧІ ТА ПІДШЛУНКОВОГО СОКУ НА ЖИРИ
Сік підшлункової залози містить багато гідролітичних ферментів, що забезпечують розщеплення білків, жирів та вуглеводів. Активно діє підшлункова ліпаза, яка розщеплює жири до гліцерину та жирних кислот у лужному середовищі.
Під впливом жовчі відбувається емульгування жирів, що сприяє більш повному та швидкому їх розщепленню ліпазою; нейтралізуються також кислоти шлункового соку, підтримується кислотно-лужна рівновага кишкового хімусу, посилюється активність ферментів кишкового та підшлункового соку. Жовч має також бактерицидні властивості та стимулює моторну функцію кишечнику.
Контрольні питання.
1. Механізм дії фермента підшлункового соку, який розщеплює жири.
2. Роль жовчі в травленні жиру та інших травних процесах.
3. Механізм емульгування жиру жовчю.
4. Склад жовчі та умови її утворення.
Мета роботи. 1) Встановити наявність емульгуючої дії жовчі. 2) Визначити вплив жовчі на швидкість перетравлювання жиру підшлунковою ліпазою.
Матеріали і обладнання. Натуральний шлунковий сік або витяжка з підшлункової залози, жовч, вода, олія, спиртовий розчин фенолфталеїну, децинормальний розчин NаОН, скляні лійки, штативи, мірні пробірки, паперові фільтри, водяна баня.

Хід роботи
а) Вплив жовчі на фільтрацію жиру.
У лійку однієї з пронумерованих пробірок ставлять фільтр, змочений жовчю, а в другу – фільтр, змочений водою. В лійки наливають по 2 мл олії, визначаючи час фільтрації.









б) Емульгування жиру.
У дві пронумеровані пробірки наливають по 0,5 мл олії. В пробірку № 1 додають 5 мл жовчі, а в пробірку №2 – 5 мл води. Добре перемішують вміст пробірок і спостерігають за стійкістю отриманої емульсії.







в) Вплив жовчі та підшлункового соку на швидкість травлення жиру. В три пронумеровані пробірки наливають олію, підшлунковий сік та жовч у кількості, яка зазначена в протоколі досліду.
Протокол досліду

п/п
Найменування та кількість реактивів
Кількість крапель фенолфталеїну
Результати


1.
0,5 мл олії + 2 мл натурального підшлункового соку
2




2.
0,5 мл олії + 2 мл прокип'яченого підшлункового соку
2



3.
0,5 мл олії + 2 мл підшлункового соку + 0,5 мл жовчі
2



Із бюретки в кожну пробірку по краплі вносять децинормальний розчин NаОН до появи червоного забарвлення. Потім пробірки ставлять у водяну баню при температурі 38–40°С і спостерігають, через скільки хвилин відбудеться знебарвлення рідини в кожній пробірці. Результати спостережень заносять в протокол досліду та пишуть висновки.








РОБОТА 6.7. МОТОРНА ДІЯЛЬНІСТЬ ТРАВНОГО КАНАЛУ
Моторна функція – одна з важливих функцій органів травлення, з допомогою якої забезпечується рух вмісту шлунка до кишечнику і далі. Моторна функція сприяє подрібненню, перемішуванню та кращому травленню і всмоктуванню поживних речовин корму. В шлунково-кишковому каналі розрізняють декілька типів скорочень: ритмічні, тонічні, маятникоподібні, перистальтичні та антиперистальтичні. Кожний з відділів травного каналу характеризується певними особливостями моторики. Регуляція моторики органів травлення здійснюється рефлекторно і під впливом хімічних речовин.
Контрольні питання.
1. Значення моторної діяльності шлунково-кишкового каналу.
2. Види скорочень шлунка і кишечнику.
3. Регуляція моторики шлунково-кишкового каналу.
4. Особливості моторики передшлунків у жуйних.
5. Причини скорочень ізольованого кишечнику.
6. Які хімічні речовини стимулюють моторику шлунка та кишечнику?
Мета роботи. 1) Визначити види скорочень шлунка та різних відділів кишечнику.
2) Встановити особливості впливу симпатичних та парасимпатичних нервів на моторну діяльність і автоматизм травного каналу.
3) Встановити роль механо-, термо-, хеморецепторів у здійсненні моторної діяльності шлунково-кишкового каналу.
Матеріали і обладнання. Морська свинка, жаба, фіксаційний столик, набір інструментів, вода, розчин Рінгера (для холоднокровних та теплокровних), гіпертонічний розчин NаСl, ефір, лійка, салфетки, індукційний апарат, електрична плитка.
Хід роботи
а) Дослідження моторної діяльності травного каналу у жаби.
Децеребровану жабу фіксують на столику черевцем доверху. Розрізають черевну стінку, оголюючи кишкові петлі.
1. Подразнюємо довгастий мозок індукційним струмом і спостерігаємо за скороченням шлунково-кишкового каналу.
2. В окремих відділах кишечнику наносимо механічні та хімічні подразнення.






б) Спостереження за моторикою травного каналу у морської свинки.
Морську свинку фіксують на операційному столику черевцем доверху і наркотизують ефіром. На шиї препарують блукаючий нерв. Роблять розріз черевної стінки, оголюючи шлунок та кишечник.
1. Спостерігають за моторикою шлунково-кишкового каналу в звичайних умовах.
2. Перерізають блукаючий нерв і його периферійний кінець подразнюють індукційним струмом.
3. Вирізають шлунково-кишковий канал і послідовно занурюють в розчин Рінгера (37°С, 43°С) та в гіпертонічний розчин NаСl (+37°С).
У всіх випадках спостерігають за зміною моторики шлунково-кишкового каналу і звертаютъ увагу на види скорочень шлунка та кишечнику.







РОБОТА 6.8. ДОСЛІДЖЕННЯ ПРИСТІННОГО (МЕМБРАННОГО)
ТРАВЛЕННЯ В КИШЕЧНИКУ
Разом з травленням у порожнині кишечнику, розщеплення поживних речовин проходить безпосередньо на поверхні слизової оболонки кишечнику. Слизова оболонка тонкого кишечнику має безліч мікроворсинок, а це значно посилює ферментативні процеси і сприяє розщепленню поживних речовин на поверхні мікроворсинок. Цей процес був названий пристінним або мембранним травленням. Наявність пристінного травлення підтверджується, зокрема тим фактором, що в присутності шматочка стінки або слизової кишки ферментативне розщеплення поживних речовин значно посилюється.
Контрольні питання.
1. Хто вперше описав пристінне або мембранне травлення?
2. Які ферменти беруть участь в процесах пристінного травлення?
3. В яких відділах шлунково-кишкового каналу спостерігається пристінне травлення?
4. Яка роль глікокалісу?
Мета роботи. Підтвердити стимулюючий вплив шматочка кишечної стінки на гідроліз крохмалю амілазою кишкового соку.
Матеріали і обладнання. Свіжі шматочки тонкого відділу кишечнику щойно забитих тварин (птахи, кролики, щурі і т. д. ). Можна використовувати шматочки тканин від тварин, забитих на бойні, після їх промивання холодним розчином Рінгера та обробки ацетоном, 0,2%-ний розчин крохмального клейстеру, розчин Рінгера, реактиви для проби Троммера, пробірки, термостат, холодна вода, штативи.
Хід роботи
У пробірку наливаємо 12 мл розчину Рінгера. Готуємо 5 шматочків із стінки порожньої кишки площею 1 см2 і опускаємо їх в пробірку. Все це інкубуємо 10 хв в термостаті при температурі 38°С. Виймаємо пробірку, а з неї виймаємо шматочки стінки кишки.
У 10 пробірок наливають по 3 мл 0,2%-ного розчину крохмального клейстеру і по 1 мл інкубаційного розчину. В пробірки № 6–10, крім того, опускають шматочок відмитої тонкої кишки. Всі пробірки ставлять в термостат, при температурі 38°С. Виймаємо по 1 пробірці з серії (1 – 6, 2–7 і т. д. ) через кожні 3 хв після початку інкубації і ставимо в холодну воду або сніг. З вмісту пробірок роблять пробу Троммера на глюкозу (шматочки при аналізі виймають). Гідроліз крохмалю відбудеться у пробірках обох серій, але в пробірках, де був шматок кишки, позитивна реакція спостерігається раніше, тому що гідроліз субстрату йде швидше. Цьому сприяє наявність ферментів у слизовій оболонці кишки, які діють на субстрат.






РОБОТА 6.9. ДОСЛІДЖЕННЯ ІНФУЗОРІЙ РУБЦЯ
У рубці жуйних є велика кількість різноманітних бактерій, найпростіших і грибів. Найпростіші представлені класом війчастих інфузорій, який нараховує біля 100 видів. Інфузорії відіграють важливу роль в рубцевому травленні. З їх допомогою проходить механічна обробка корму, вони використовують для свого живлення важкоперетравну клітковину. Крім того, відбувається розрихлення, подрібнення корму, переварювання білків, крохмалю, цукру та частково клітковини. Вони накопичують у своєму тілі полісахариди, а також здатні синтезувати вітаміни групи В.
Контрольні питання.
1. Роль мікрофлори в передшлунках жуйних.
2. В якому віці у тварин з'являються інфузорії в передшлунках?
3. Як змінюється кількість інфузорій залежно від виду корму?
4. Оптимальні умови для розвитку інфузорій та іншої мікрофлори в рубці.
Мета роботи. 1) Ознайомитись з різновидностями рубцевих інфузорій, їх розмірами та характером руху.
2) Провести підрахунок кількості інфузорій в рідині рубця.
Матеріали і обладнання. Свіжий вміст рубця, мікроскоп, змішувач для підрахунку лейкоцитів, предметні та покривні скельця, скляні палички, камери Горяєва.
Хід роботи
а) Спостереження за життєдіяльністю інфузорій за різних температурних умов.
На предметне скло наносять скляною паличкою краплю вмісту рубця, покривають покривним склом, спостерігають під мікроскопом при малому, а потім при великому збільшенні. Препарат охолоджують, а потім підігрівають до 45°С і в кожному випадку спостерігають під мікроскопом.






б) Підрахунок інфузорій.
У змішувач для лейкоцитів набирають із пробірки вміст рубця до мітки 1,0, а до мітки 11 набирають фізіологічний розчин, підфарбований метиленовою синькою. Заповнюють камеру Горяєва і підраховують інфузорії в 100 великих квадратах. Потім за формулою для підрахунку лейкоцитів крові визначають кількість інфузорій в 1 мкл вмісту і роблять перерахунок для визначення їх в 1 мл.






VII. ФІЗІОЛОГІЯ КРОВІ
Кров – рідка сполучна тканина – складає разом з лімфою та тканинною рідиною внутрішнє середовище організму, що омиває всі клітини тіла. Підтримуючи відносну постійність свого складу, кров здійснює стабілізацію внутрішнього середовища (гомеостаз), забезпечує поряд з нервовою системою функціональну єдність систем організму, бере участь в обміні речовин, диханні, виділенні, терморегуляції, виконує захисну функцію організму. Кров і органи, в яких відбувається утворення і руйнування кров'яних клітин, об'єднують в єдину систему крові. До неї відносять: кров, кістковий мозок, печінку, селезінку і лімфатичні вузли.
РОБОТА 7.1. ОТРИМАННЯ ПЛАЗМИ, СИРОВАТКИ, ФІБРИНУ І ДЕФІБРИНОВАНОЇ КРОВІ
Кров складається з рідкої частини – плазми і формених елементів: еритроцитів, лейкоцитів і тромбоцитів. Сироватка крові – це плазма, позбавлена фібрину. Видаляючи механічним шляхом із крові фібриноген, отримуємо дефібриновану кров.
Контрольні питання.
1. Техніка взяття крові для аналізу.
2. Плазма та сироватка крові і їх хімічний склад.
3. Декальцинована кров та їі властивості.
4. Дефібринована кров та її властивості.
5. Механізм зсідання крові та фактори, що впливають на нього.
6. Швидкість зсідання крові у різних тварин.
Мета роботи.
1) Визначити співвідношення та взаємозв'язок складових частин крові.
2) Отримати плазму, сироватку, дефібриновану кров і фібрин.
Матеріали і обладнання. Дослідна тварина, апарат Базерона, секундомір, розплавлений парафін, водяна баня, сніг чи холодна вода, пробірки хімічні та центрифужні, ін'єкційна голка, дерев'яна паличка, спирт, вата, вода, лимонно-кислий натрій.
Хід роботи
а) Отримання плазми.
У пробірку насипають 20–30 мг лимонно-кислого натрію або наливають 0,5 мл його 5%-ного розчину. Наповнюють пробірку кров'ю з яремної або вушної вени і перемішують. Пробірки з кров'ю центрифугують і відмічають пошарове розділення крові.






б) Визначення часу зсідання крові.
Для виконання роботи використовують апарат Базерона, який складається з двох камер – верхньої повітряної та нижньої водяної. В повітряній камері на зйомній металічній рамці за допомогою двох затискачів фіксується скло, яке з'єднане з вологим марлевим мішечком. У повітряну камеру наливають 15 мл теплої води для зволоження марлевого мішечка і вставляють термометр. У водяну камеру наливають 150 мл води і вставляють термометр водяної камери. Спиртівкою підігрівають водяну камеру і слідкують, щоб температура в повітряній камері була в межах 36 – 37 °С.
На ввігнуте скло, покрите парафіном, наносять дві краплі крові, включають секундомір, закривають повітряну камеру кришкою і через скло ведуть спостереження. Ввігнуте скло через кожні 30 с обережно повертають в одну сторону (на себе). Закінченням процесу зсідання крові вважають той момент, коли при повертанні ввігнутого скла на 90° кров з нього не стікає. Цей час відмічають за секундоміром.







в) Визначення швидкості зсідання крові.
Три пронумеровані пробірки наповнюють кров'ю з кровоносної судини. Першу пробірку ставлять в сніг чи холодну воду, другу залишають в штативі при кімнатній температурі, а третю поміщають у водяну баню при температурі 45°С. Слідкують за швидкістю зсідання крові. Для цього фіксують час від початку взяття крові до моменту зсідання.







г) Отримання сироватки крові.
Пробірку наповнюють кров'ю і ставлять у водяну баню при t° 38–40 °С, чекають, поки утворитъся згусток.
Утворений згусток крові відокремлюють скляною паличкою від стінок пробірки. Потім пробірку зі згустком знову поміщають у водяну баню на 1 – 1,5 год, після чого розглядаютъ вміст пробірки.






д) Отримання дефібринованої крові та фібрину.
У пробірку набирають з вени 3–5 мл крові. Протягом 5–10 хв кров перемішують дерев'яною паличкою. Паличку з осілими на ній нитками фібрину промивають у воді до знебарвлення. Перевіряють, чи не звернулась дефібринована кров, що залишилась у пробірці. Розглядаютъ осілі на паличці нитки фібрину.





РОБОТА 7.2. ПІДРАХУНОК КІЛЬКОСТІ ЕРИТРОЦИТІВ
Еритроцити – це червоні клітини крові, які містять гемоглобін. Еритроцити виконують життєво важливі функції: дихальну, трофічну, видільну, гомеостатичну та транспорт антитіл. Кров здорового організму в нормальних умовах має відносну постійність, але її склад коливається в залежності від віку, статі, фізіологічного стану, умов навколишнього середовища. Підрахунок еритроцитів проводять в 1 мкл крові за допомогою спеціальних лічильних камер, з попереднім розбавленням крові. У ветеринарній практиці підрахунок формених елементів має важливе діагностичне значення.
Контрольні питання.
1. Будова змішувача для еритроцитів і піпетки П'ятницького.
2. Будова камери Горяєва.
3. Методика підрахунку еритроцитів та визначення їх кількості в 1 мкл.
4. Функції еритроцитів, місце їх утворення в організмі, місце руйнування, строк існування еритроцитів.
5. Кількість еритроцитів у великої та дрібної рогатої худоби, свиней, коней.
Мета роботи.
1) Засвоїти методику підрахунку еритроцитів.
2) Ознайомитись з принципом будови та роботою целоскопа.
Матеріали і обладнання. Дослідна тварина, спирт, ефір, вата, ножиці, ін'єкційна голка, змішувач для еритроцитів, піпетка П'ятницького на 3,98 мл, капілярна піпетка від гемометра Салі, 3%-ний розчин NаСl, флакон з-під пеніциліну, лічильна камера Горяєва, покривні скельця, мікроскоп, целоскоп.
Прилади для розбавлення крові та підрахунку еритроцитів.
Змішувач для еритроцитів являє собою капілярну піпетку з ампулоподібним розширенням, в середині якого знаходиться скляна кулька для перемішування рідини. На змішувач нанесені мітки 0,5, 1 і 101. Піпетка П'ятницького – це товстостінна капілярна трубка з міткою та грушоподібним розширенням. Об'єм піпетки 3,98 мл. Лічильна камера з сіткою Горяєва – це товсте скло з чотирма жолобками, між якими розміщені три прямокутні площини. Середня площина розділена навпіл поперечним жолобком. На кожній половині нанесена сітка Горяєва, середня площина на 0,1 мм нижче бокових. Коли до бокових площин притирають покривне скло, то між ним та сіткою утворюється камера з глибиною 0,1 мм. Сітка Горяєва складається з 225 великих квадратів. З них 100 квадратів розділені на прямокутники, 100 квадратів не розділені і 25 квадратів розділені – кожний на 16 малих. Сторона малого квадрата дорівнює 1/20 мм, площа 1/20(1/20=1/400 мм2. У лабораторних тварин кров беруть з дрібних підшкірних вен вушної раковини.
Хід роботи
Вздовж зовнішнього краю вушної раковини вистригають шерсть, шкіру протирають спиртом, знежирюють ефіром, відшукують вену і проколюють її голкою, попередньо злегка стиснувши судини біля основи вуха, щоб викликати венозну гіперемію.
а) Розбавлення крові в змішувачі.
Першу краплю витирають ваткою, другу – всмоктують в змішувач до мітки 0,5. Потім до мітки 101 набирають 3%-ний розчин NаСl, при цьому кров розводять у 200 разів. Якщо кров набирають до мітки 1, то розводять у 100 разів. Кінці змішувача затискають між великим і середнім пальцями і струшують 2 – 3 хвилини для рівномірного перемішування крові з рідиною. На змішувач надівають гумове кільце, яке закриває його вільні кінці.






б) Розбавлення крові за допомогою піпетки П'ятницького.
Піпеткою П'ятницького для еритроцитів насмоктують 3%-ний розчин NaСl до мітки 3,98 мл і виливають у сухий флакон з-під пеніциліну. Капілярною піпеткою від гемометра Салі набирають 0,02 мл крові і видувають її у флакон з 3%-ним розчином NаСl. Флакон закривають пробкою. Отримують розбавлення крові в 200 разів.







в) Заповнення лічильної камери і підрахунок еритроцитів.
До чистої сухої камери притирають покривне скло (до появи райдужних кілець). Перші 3–4 краплі із змішувача видувають на ватку, а наступну краплю наносять на середню площину камери, поряд з покривним склом. У силу капілярності рідина засмоктується під скло. Із флакона, після його струшування, розведену кров наносять піпеткою для очей. Збільшення мікроскопа: об'єктив – 40, окуляр 7х або 10х. Підраховують еритроцити у п'яти великих квадратах (80 малих), розташованих у сітці по діагоналі. В кожному малому квадраті рахують всі еритроцити, розташовані всередині нього, а також на верхній та лівій межі. Еритроцити на нижній та правій межі не враховують.
Визначення кількості еритроцитів в 1 мкл крові проводять за формулою:
13 EMBED Equation.3 1415,

де а – кількість підрахованих еритроцитів; с – розведення; n – число квадратів, у яких підраховані еритроцити; h – глибина камери; s – площа кожного квадрату.







РОБОТА 7.3. ПІДРАХУНОК КІЛЬКОСТІ ЛЕЙКОЦИТІВ
Лейкоцити, або білі кров’яні тільця, відіграють важливу роль у захисних та відновних процесах в організмі. Вони виконують функції фагоцитозу, утворення антитіл, знешкодження та видалення токсинів. Лейкоцити за розмірами більші від еритроцитів (їх діаметр 10–20 мк). Вони мають різні форми ядер та неоднорідну протоплазму. Кількість лейкоцитів коливається у великих межах і залежить від виду та віку тварини, від годівлі, роботи, вагітності, лактації, патологічного стану організму і т. д. Збільшення числа лейкоцитів називається лейкоцитозом, а зменшення – лейкопенією. Для розведення крові при підрахунку лейкоцитів використовують розчин оцтової кислоти (руйнує еритроцити), підфарбований метиленовою синькою (фарбує оболонку лейкоцитів).
Контрольні питання.
1. Функції лейкоцитів.
2. Методика підрахунку лейкоцитів.
3. Кількість лейкоцитів у різних тварин.
4. Класифікація лейкоцитів.
Мета роботи. Оволодіти методикою підрахунку лейкоцитів.
Матеріали і обладнання. Змішувач для лейкоцитів, піпетка П'ятницького на 0,38 мл, капілярна піпетка від гемометра, флакон з-під пеніциліну, лічильна камера Горяєва, мікроскоп, 3%-ний розчин оцтової кислоти, підфарбований метиленовою синькою, вата, спирт, голка для взяття крові, дослідна тварина.
Змішувач для лейкоцитів має менший об'єм ампулоподібного розширення, ніж змішувач для еритроцитів. На капілярну частину його нанесено поділки 0,5 та 1, а вище ампулоподібного розширення – 11. При підрахунку лейкоцитів кров набирають до поділки 0,5 або 1. Потім всмоктують до мітки 11 розчинник (3%-ний розчин оцтової кислоти) і перемішують. Кров розводиться в змішувачі відповідно в 10 чи 20 разів.
Хід роботи
Розведення крові за П'ятницьким.
У піпетку П'ятницького на 0,38 мл насмоктують 3 %-ний розчин оцтової кислоти, виливають в сухий флакон і закривають пробкою. Капілярною піпеткою від гемометра, зволоженою 3%-ним розчином лимонно-кислого натрію, набирають 0,02 мл крові, переносять у флакон з розчинником. При цьому кров розводиться в 20 разів.
Заповнення камери для підрахунку лейкоцитів проводиться в тій же послідовності, що й для підрахунку еритроцитів.
Підрахунок лейкоцитів у лічильній камері з сіткою Горяєва проводять у 100 великих неподілених квадратах, зібраних у групи по 4. Кількість лейкоцитів в 1 мкл крові визначають за допомогою тієї ж формули, що і кількість еритроцитів.









РОБОТА 7.4. ВИЗНАЧЕННЯ КІЛЬКОСТІ ГЕМОГЛОБІНУ
Гемоглобін (Нв) – основна складова частина еритроцитів. За хімічною структурою він відноситься до хромопротеїдів і складається з білкової частини – глобіну і простетичної групи – гема, що містить залізо. Утворюючи з киснем нестійку і легкодисоціюючу сполуку – оксигемоглобін, гемоглобін є основним носієм кисню в тканинах. Біосинтез гемоглобіну відбувається в червоному кістковому мозку, частково в печінці та селезінці. В крові ембріонів і у молодих тварин міститься поряд з гемоглобіном дорослих і так званий фетальний гемоглобін. Кількість гемоглобіну залежить від виду, віку, статі і стану тварин. Основним методом визначення гемоглобіну є калориметричний. Кількість гемоглобіну вимірюється в г/л або одиницях Салі.
Контрольні питання.
1. Гемоглобін і його будова.
2. Сполуки гемоглобіну з газами, види та типи гемоглобіну.
3. Методи визначення гемоглобіну.
4. Кількість гемоглобіну в різних видів тварин.
Мета роботи. Ознайомитися з калориметричним і фотометричним методами визначення вмісту гемоглобіну в крові тварин.
Матеріали і обладнання. Гемометр, капілярна піпетка на 20 мкл, 0,02 мл крові, піпетка для води, скляна паличка, децинормальний розчин НСl, дистильована вода, спирт, вата, флакон з-під пеніциліну, гемолізуюча рідина (0,04%-ний розчин аміаку або децинормальний розчин НСl), яка готується розведенням 1,6 мл 25%-ного (питома вага 0,91) розчину аміаку дистильованою водою до 1000 мл, електрофотокалориметр, фотоелектричний еритрогемометр.
Хід роботи
а) Визначення кількості гемоглобіну за методом Салі.
Гемометр ГС-3 складається із штатива з трьома гніздами. Задня стінка штатива являє собою пластинку з матового скла. В бокові гнізда вставлені однакові запаяні пробірки (кольорові стандарти). В середне гніздо вставлена градуйована пробірка для досліджуваної крові. На пробірку нанесена шкала, яка показує кількість гемоглобіну.
У градуйовану пробірку наливають децинормальний розчин НСl до нижньої колової позначки (0,2 мл). В капілярну піпетку набирають 0,02 мл крові. Кров, яка ще залишилась на кінчику капіляра, видаляють ваткою. Опускають капіляр на дно градуйованої пробірки і обережно видувають із нього кров так, щоб верхній шар розчину залишався прозорим. Потім два–три рази обережно промивають капіляр, набираючи розчин із верхнього прозорого шару. Виймають капіляр із пробірки, ретельно перемішують її вміст скляною паличкою і ставлять в штатив. Через 5 хв до розчину по краплях додають дистильовану воду і перемішують скляною паличкою до отримання однакового забарвлення зі стандартом. Поділка на шкалі, до якої піднялась рідина, покаже кількість гемоглобіну в грамах на 100 або 100 мл крові.







б) Визначення кількості гемоглобіну за допомогою фотоелектрокалориметра.
Відмірюють 4 мл 0,04 %-ного розчину аміаку в пеніциліновий флакон, потім піпеткою від гемометра беруть 20 мкл крові і виливають в цей розчин. Одержану пробу досліджують за допомогою ФЕК-М при зеленому світлофільтрі в кюветі шириною 10 мм. Контролем є дистильована вода. За оптичною густиною, за допомогою спеціальної таблиці визначають кількість (г/л) гемоглобіну в досліджуваній крові.







в) Визначення кількості гемоглобіну за допомогою фотоелектричного еритрогемометра 0,65.
У пробірку або стаканчик наливають 6 мл 0,04 %-ного розчину аміаку і за допомогою капілярної піпетки вносять 0,04 мл крові (розведення 1:150). Вміст перемішують, виливають в кювету «Г» і поміщають її в прилад на місце установчого світлофільтру «У». Натискають кнопку і обертанням ручки відрахункового диску повертають відхилену стрілку мікроамперметра в нульове положення. На шкалі гемоглобінометра читають результат в г/л.








РОБОТА 7.5. ВИЗНАЧЕННЯ ГРУП КРОВІ I РЕЗУС-ФАКТОРА
В основі поділу крові на групи лежать внутрішньовидові біологічні її відмінності, що проявляється наявністю у різних особин специфічних білків – аглютиногенів на поверхні еритроцитів і аглютинінів у плазмі. Існує два види аглютиногенів (А і В) і відповідно два види аглютинінів (
· і ().
В межах одної групи крові однойменні аглютиніни і аглютиногени (А і
·, В і () не зустрічаються, тому еритроцити не склеюються в грудочки. Склеювання еритроцитів в грудочки (аглютинація) настає лише при змішуванні однойменних аглютинінів і аглютиногенів, що можливо при переливанні несумісної крові.
У людей існує чотири комбінації аглютиногенів і аглютинінів системи АВО. У тварини виявлено велику кількість антигенних факторів в еритроцитах і майже повна відсутність або нерегулярна наявність природних антитіл у сироватці.
В 1940 р. К. Ландштейнер і І. Віннер встановили наявність в еритроцитах людини ще одного аглютиногена, який був знайдений в крові мавпи (макака-резус) і тому був названий резус-фактором. Реціпієнтам з резус-негативною кров'ю необхідно переливати тільки резус-негативну, а з резус-позитивною – тільки резус-позитивну кров.
Контрольні питання.
1. Резус-фактор і його значення при переливанні крові.
2. Суть методики визначення резус-фактора в еритроцитах.
3. Характеристика груп крові у людини.
4. Кількість і особливості груп крові у тварин.
Мета роботи. Ознайомитись з методикою визначення груп крові і резус-фактора у людини та визначити свою групу крові.
Матеріали і обладнання. Скарифікатори, предметне скло, восковий олівець, скляні палички, піпетки для очей, стандартні сироватки I, II, III груп, фізіологічний розчин, спирт, ефір, вата, лінзи, стандартні антирезусні сироватки всіх груп крові, чашки Петрі, водяна баня, ватні кульки.
Хід роботи
а) Визначення груп крові.
Для визначення груп крові використовують цоліклони анти-А і анти-В стандартних ізогемаглютинуючих сироваток. цоліклони анти-А і анти-В представляють собою розведену асцитну рідину мишей носіїв відповідної гібрідоми в якій міститяться специфічні імуноглобуліни класу М, які направлені проти групоспецифічних антигенів В і В людини.
Техніка визначення.
Восковим олівцем на предметному склі роблять мітки анти-А і анти-В. З протилежного боку скла наносять по одній великі краплі відповідного цоліклону.
У досліджуваного протирають подушечку пальця спиртом, потім ефіром, проколюють шкіру скарифікатором. Окремими скляними паличками наносять по краплі крові і перемішують їх сухою скляною паличкою, яку витирають при роботі з кожною краплею крові. Читають результати аглютинації і роблять висновки про групу досліджуваної крові.








б) Дослідження крові на вміст в еритроцитах резус-фактора експрес-методом Т.Г. Соловйової.
Для визначення резус-фактора використовують моноклональні антитіла анти-Д СУПЕР. Діючим початком моноклональних антитіл анти-Д СУПЕР є моноклональні людські антитіла, які продукуються гетерогібридомою внаслідок злиття лімфобластичної лінії людини з мієломною клітиною лінією мишей.
Техніка визначення. На предметне скло наносять велику краплю (біля 0,1 мл) реагенту. Поруч розташовують невелику краплю крові, що досліджується і перемішують її з реагентом. Реакція аглютинації починає розвиватися через 10 сек, чітко проявляється через 30-60 сек. результати реакції читають через 3 хвилини.








VIII. ФІЗІОЛОГІЯ СЕРЦЯ ТА СУДИН
Серце вищих тварин є порожнистим м'язовим органом, який складається з 4-х камер: двох передсердь і двох шлуночків. Для серцевого м'яза характерні такі властивості: збудливість, автоматія, здатність проводити збудження, скоротливість, рефрактерність. Скорочення м'яза серця підпорядковуються дії закону “все або нічого”. Скорочення серцевого м'яза називають систолою, а розслаблення – діастолою. Діяльність серця регулюється нервовою системою і гуморальними факторами. Центр, який регулює діяльність серця, знаходиться в довгастому мозку. По симпатичних і блукаючих нервах він посилає до серця імпульси, які посилюють або послаблюють його діяльність.
У ссавців і птахів кров безперервно рухається по кровоносних судинах, які являють собою замкнену систему трубок. Цей рух крові забезпечується роботою серця. Всю кровоносну систему розділяють на два кола кровообігу – велике і мале. Рух крові по кровоносних судинах підпорядковується дії закону руху рідини по системі трубок, тобто законам гідродинаміки. Регуляція кровообігу пов'язана зі зміною діаметра судин. Просвіт кровоносних судин регулюється нервовою системою, яка підтримує гладеньку мускулатуру стінок судин у стані невеликої тривалої напруги, при якій не розвивається втома.
РОБОТА 8.1. ВИВЧЕННЯ ДІЯЛЬНОСТІ СЕРЦЯ
Цикл серцевої діяльності теплокровних тварин складається з трьох взаємопов'язаних фаз: систоли передсердь, систоли шлуночків і загальної діастоли. У жаби серце складається з трьох камер (венозний синус, два передсердя і один шлуночок). Цикл починається з систоли венозного синуса, систоли передсердь, систоли шлуночка та загальної діастоли. Ці фази складають один серцевий цикл. Місцеве подразнення венозного синуса теплом призводить до збільшення, а холодом – до зменшення частоти серцевих скорочень.
Контрольні питання.
1. Методи вивчення серцевої діяльності.
2. Серцевий цикл.
3. Провідна система серця, її будова і розміщення у ссавців, амфібій.
4. Автоматія серця.
5. Теорії автоматії серця.
6. Швидкість проведення збудження в провідній системі серця.
Мета роботи.
1) Оволодіти методикою графічної реєстрації роботи серця жаби.
2) Прослідкувати за окремими фазами серцевої діяльності.
3) Вивчити вплив різних температур на роботу серця.
Матеріали та обладнання. Жаба, штатив, кімограф, пишучий важілець, серфін з ниткою та гачком, ножиці, дощечка для фіксації жаби, шпильки, чашки Петрі, фізіологічний розчин, розчин Рінгера, нитки, мікроскоп.
Хід роботи
а) Спостереження за роботою серця (серцевий цикл).
Жабу децеребрують, закріплюють на дощечці догори черевцем, оголюють серце, підрізають вуздечку, і серфіном захоплюють верхівку серця, з'єднують його з пишучим важільцем. Спостерігають за ритмом та послідовністю скорочень відділів серця. На кімографі записують міограму серцевого скорочення.







б) Вплив підвищеної температури на роботу серця.
Підраховують кількість серцевих скорочень за 1 хвилину. Потім тоненьку пробірку з теплою водою прикладають до венозного синуса і знову підраховують кількість серцевих скорочень за 1 хв. Через 3–5 хв аналізують результати.








в) Вплив пониженої температури на роботу серця.
Дослід проводять на тій же жабі. Підраховують кількість серцевих скорочень до початку дії холоду. Потім до венозного синуса прикладають пробірку з льодом або холодною водою і підраховують кількість скорочень серця за 1 хв. Через 2–3 хв аналізують результати.







г) Спостереження за роботою ізольованого серця у жаби. Серце жаби вирізають разом з венозним синусом і поміщають в чашку з розчином Рінгера. Спостерігають за його скороченнями.








д) Вивчення провідної системи серця у жаби.
Жабу зі зруйнованою центральною нервовою системою фіксують на дощечці, видаляють серце і поміщають в чашку Петрі з фізіологічним розчином. Дорсальна поверхня серця повинна бути спрямована догори, а верхівка – до експериментатора. Пінцетом фіксують серце, а ножицями розрізають шлуночок і передсердя правіше від середньої лінії. Праву половину серця відрізають, а ліву повертають розрізом догори і верхівку фіксують шпилькою. Атріовентрикулярне кільце перерізають поперек, а основу шлуночка і передсердя розтягують і закріплюють шпильками. В передсерді помітна білувата плівка з білими смужками блукаючих нервів. Стінку лівого передсердя розрізають навпіл, розтягують над отвором дощечки і приколюють шпильками. Препарат розглядають під мікроскопом.







РОБОТА 8.2. ВЛАСТИВОСТІ СЕРЦЕВОГО М'ЯЗА.АВТОМАТІЯ СЕРЦЯ
Серцевий м'яз має властивість автоматії, тобто здатність скорочуватись без зовнішніх впливів, під дією імпульсів, що виникають в ньому самому. Автоматія серця зумовлюється ритмічними збудженнями, які виникають у вузлах провідної системи серця. Ця система складається з атипової м'язової тканини і нервових клітин, і по ній збудження поширюється від однієї ділянки до іншої. Провідна система серця утворює два скупчення: синусний вузол, який має найвищий ступінь автоматії і регулює ритм серця першого порядку, вузол Ашоф-Товара, який регулює ритм серця другого порядку. Продовженням останнього є пучок Гіса, який розгалужується на ліву та праву ніжки, а ті, в свою чергу, розгалужуються на волокна Пуркіньє, що закінчуються в мускулатурі шлуночків.
Період рефрактерності (незбудливості) більш тривалий. На протязі всієї фази скорочення серце не відповідає на подразники (абсолютна рефрактерність). Подразнення, яке завдають на початку фази розслаблення, може викликати додаткове скорочення – екстрасистолу, що вказує на появу деякої збудливості (відносна рефрактерність). За екстрасистолою йде компенсаторна пауза, під час якої випадає один серцевий цикл, оскільки черговий імпульс, який зародився в синусному вузлі, надходить до шлуночка тоді, коли він знаходиться в рефрактерній фазі під час екстрасистоли. Під час компенсаторної паузи серцевий м'яз відпочиває і накопичує енергію для наступного скорочення.
Контрольні питання.
1. Фази збудливості серцевого м'яза і його відповідь на подразнення в кожну з цих фаз.
2. Екстрасистола і компенсаторна пауза. Причини їх виникнення.
3. Як відповідає серцевий м'яз на подразнення різної сили?
4. Електричні явища в серцевому м'язі, електрокардіограма та її складові частини.
Мета роботи.
1) Накладаючи лігатури на різні відділи серця, встановити локалізацію центрів автоматії і послідовність розповсюдження збудження по провідній системі серця.
2) Викликати і зареєструвати екстрасистолу та компенсаторну паузу при подразненні індукційними ударами працюючого серця жаби.
3) З'ясувати фізіологічні особливості роботи серцевого м'яза та особливості роботи скелетних поперечносмугастих м'язів.
Матеріали і обладнання. Жаба, ножиці, пінцет, зонт, дощечка, шпильки, нитки, серфін, пишучий важілець, який закріплений в штативі, кімограф, акумулятор, індукційний апарат.
Хід роботи
а) Зміна збудливості серця. Екстрасистола та компенсаторна пауза.
У жаби руйнують спинний і головний мозок, приколюють її до дощечки черевцем догори. Оголюють серце і серфіном з'єднують його з пишучим важільцем. До серця підводять електроди. На кімографі записують міограму серцевого скорочення. Потім окремими ударами індукційного струму порогової сили подразнюють серце в період систоли, діастоли, паузи. На кардіограмі відмічають відповідну реакцію серця в різні періоди його діяльності.




б) Дослід Станіуса.
На межі між венозним синусом і передсердям накладають першу лігатуру Станіуса. Після цього відмічають зміни в серцевій діяльності жаби. Через декілька хвилин накладають другу лігатуру на межі між передсердям і шлуночком і знову відмічають зміни в серцевій діяльності. Підраховують кількість скорочень окремих частин серця за хвилину.







в) Вплив різної сили подразнення на скорочення серцевого м'яза.
Зупиняють роботу серця накладанням першої лігатури Станіуса (між синусом і передсердям). Для подразнення серця встановлюють порогову силу індукційного струму. Потім силу струму поступово збільшують. У кожному випадку скорочення серця записують на ввімкненому кімографі і визначають їх амплітуду в міліметрах.







РОБОТА 8.3. ЕЛЕКТРОКАРДІОГРАФІЯ
Електрокардіографія – це реєстрація біоелектричних явищ, які виникають в серці під час його роботи. Електрокардіограма (ЕКГ) – крива запису біострумів, яка відображає процес утворення та швидкість поширення збудження по провідній системі, мускулатурі серця. При утворенні різниці потенціалів між збудженими і незбудженими ділянками серця електричні силові лінії розповсюджуються по всьому тілу, що дозволяє реєструвати криві коливань потенціалів шляхом накладання електродів на певні ділянки тіла.
При записі ЕКГ у сільськогосподарських тварин майже завжди користуються методом стандартних відведень, тобто накладають електроди на три ділянки тіла (обидва п'ястки грудних кінцівок і плесно лівої тазової кінцівки). Реєструють різницю потенціалів у трьох відведеннях між правим і лівим п'ястком (перше відведення), лівим п'ястком і лівим плесном (друге відведення), правим п'ястком і лівим плесном (трете відведення). Переключення відведень, підсилення відведених біострумів та їх реєстрація проводиться за допомогою електрокардіографа.
Контрольні питання.
1. Що таке електрокардіограма (ЕКГ)?
2. Які фази серцевого циклу записують зубці електрокардіограми?
3. Теоретичне і практичне значення електрокардіографії.
Мета роботи.
а) Ознайомитись з будовою і роботою кардіографа.
б) Записати електрокардіограму у людини.
Матеріали і обладнання. Електрокардіограф, паперова стрічка для запису електро-кардіограми, чорнило, 5–10 %-ний розчин кухонної солі.
Електрокардіограф складається з: вихідного пристрою (перемикач розгалужень, кабель пацієнта та електроди), підсилюючого блоку, блоку живлення та реєструючого пристрою з перовим електромагнітним гальванометром і стрічкопротяжним механізмом.
Підготовка до роботи. Встановлюють ручку керування:
а) тумблер вмикання пристрою – в положення “Викл.”,
б) перемикач розгалужень – в положення “0”,
в) перемикач підсилювача – в положення 1:1,
г) ручку підсилювача – в положення “0”,
д) ручку зміщення пера – в середнє положення,
е) важіль стрічкопротяжного механізму – в положення “3”.
Хід роботи.
Знімають передню стінку пристрою, заправляють паперову стрічку, встановлюють ручку стрічкопротяжного механізму в положення “К”, просовують один кінець між притискним роликом та стрічкоподібним валиком і виводять стрічку з вікна на 5–10 см.
Заземлюють пристрій, вмикають його в мережу за допомогою тумблера. При цьому повинна засвітитись індикаторна лампочка.
Після нагрівання пристрою (10 хв) ручкою встановлюють перо на середину паперової стрічки. Далі за калібровочним сигналом встановлюють чутливість пристрою 10 мм/мв. Для цього важіль стрічкопротяжного механізму переводять у положення «Р» і поступово повертають ручку підсилення за годинниковою стрілкою, одночасно натискуючи і опускаючи кнопку калібратора до отримання 10-міліметрового відхилення без урахування викиду. Після цього вимикають стрічкопротяжний механізм, встановлюють його ручку у положення «К».
Пацієнт, у якого записують ЕКГ, повинен лежати або сидіти в зручному положенні, без напруги. На вентральну поверхню п'ястків та плесна накладають клаптики марлі, попередньо зволожені 5–10 %-ним розчином хлористого натрію, а на них накладають електроди, які закріплюють за допомогою гумової стрічки.
Для запису електрокардіограми встановлюють перемикач розгалужень в положення «I» – перше відведення. Натискують кнопку заспокоєння і контролюють роботу пристрою за коливанням пера. Для цього ручкою зміщення встановлюють перо так, щоб при відхиленнях у крайнє положення воно не виходило за межі ширини міліметрової сітки на паперовій стрічці. Відпускають кнопку заспокоєння. Важелем вмикають стрічкопротяжний механізм. Записують електрокардіограму і калібровочний імпульс. Вмикають стрічкопротяжний механізм.
Контроль за записом різних відведень проходить у тій же послідовності. По закінченні запису ЕКГ перемикач відведень встановлюють у положення «0», знімають електроди з пацієнта, встановлюють ручки керування пристрою в початкове положення, тумблером вимикають пристрій, виймають шнур із мережі, вимикають заземлюючий провід. Після закінчення роботи електроди та гумові стрічки добре промивають і насухо протирають.







РОБОТА 8.4. ВИЗНАЧЕННЯ КРОВ'ЯНОГО ТИСКУ
Рух крові по судинах здійснюється за законами гідродинаміки. Тиск, який обумовлює кровообіг, визначається силою скорочень шлуночків серця та опором стінок судин. Величина кров'яного тиску залежить від об’єму крові, який викидається серцем в артерії, та стану судинної системи. Величина кровообігу регулюється нервовими і гуморальними факторами: кровоносні судини дуже еластичні, їх стінки знаходяться в стані постійного тонусу.
Тиск крові є показником загального стану організму, і тому його реєстрація має велике практичне значення. У нормі тиск в артеріальній судинній системі залежить від фаз серцевого циклу. Систолічний (максимальний) тиск утворюється під час систоли, а діастолічний (мінімальний) під час діастоли за рахунок тонусу судин. Різницю між цими показниками називають пульсовим тиском. Через різну тривалість систоли та діастоли середній артеріальний тиск не є середнім арифметичним максимального і мінімального тисків.
Тиск крові можна визначити двома способами: прямим методом (кривавим) за допомогою ртутного манометра (К. Людвіг) та непрямим методом (безкровним) за допомогою приладу сфігмоманометра. В умовах клініки, в основному, використовуєтъся непрямий метод визначення кров’яного тиску.
Контрольні питання.
1. Що таке кров'яний тиск, в яких одиницях він вимірюється і чим обумовлюється?
2. Методи визначення кров'яного тиску.
3. Величина кров’яного тиску в аорті, артеріях, капілярах і венах.
4. Як визначається кров’яний тиск під впливом фізичного навантаження?
5. Регуляція кров’яного тиску.
Мета роботи. Вивчити методи прямого і непрямого визначення кров'яного тиску у тварин.
Матеріали і обладнання. Фонендоскоп або стетоскоп, сфігмоманометр, флебоосцилометр Шарабріна, ремінці для фіксації манжетки.
Сфігмоманометр складається з порожнистої гумової манжетки, гумової груші для нагнітання повітря і ртутного манометра.
Флебоосцилометр Шарабріна складається з порожнистої гумової манжетки, гумової груші для нагнітання повітря, водяного і ртутного манометрів, осцилометра і резонатора осциляцій, вмонтованих в дерев'яний футляр.
Хід роботи
а) Визначення кров'яного тиску у людини за М.С. Коротковим. На плече досліджуваного закріплюють манжетку сфігмоманометра і нагнітають в неї повітря до зникнення пульсу плечової артерії. При випусканні повітря із манжетки за допомогою гвинтового крана з'являється звук (тук-тук), який добре прослуховується за допомогою фонендоскопа в плечовій артерії, в області ліктьового згину. Це відповідає максимальному систолічному кров'яному тиску, який визначається за шкалою манометра. Потім продовжують випускати повітря із манжетки. Звук пульсації артерії спочатку підсилюється, а потім зникає. Момент зникнення звуку відповідає мінімальному (діастолічному) кров'яному тиску, величина якого визначається за шкалою манометра.







б) Визначення кров'яного тиску у тварин.
У коней і дорослої ВРХ вимірюють кров'яний тиск на хвостовій артерії, у овець і телят до одного року – на серединній артерії, у свиней – на артерії сафена. Тварину фіксують в станку, накладають манжетку і закріплюють її двома ремінцями. З'єднують всі частини флебоосцилометра між собою і балоном, нагнітають в систему повітря до 180 – 200 мм. рт. ст. Гвинт регулятора осциляції повертають вправо для того, щоб спирт у правому коліні осцилометра піднявся на 3–5 см вище, ніж в лівому. Створюється різниця тиску в осцилометричній трубці, яка дозволяє спостерігати пульсації різної сили. Відкривають зажим і поступово випускають повітря із системи так, щоб рівень спирту не змінювався. При цьому спостерігають за правим коліном ртутного манометра і осцилометра. При появі коливань спирту більше, ніж на 1 мм, відмічають висоту ртутного стовпчика, який показує максимальний систолічний тиск. Подальше випускання повітря супроводжується підсиленням коливань. В момент найбільших коливань визначають середній артеріальний тиск. Поступово величина осциляцій зменшується і, нарешті, різко обривається. В цей час за шкалою манометра визначають мінімальний тиск.





РОБОТА 8.5. СПОСТЕРЕЖЕННЯ РУХУ КРОВІ ПІД МІКРОСКОПОМ
Тільки в капілярах здійснюється перехід кисню та поживних речовин із крові в тканини. Із тканин в кров по капілярах надходять продукти розпаду, які утворюються в процесі обміну речовин. Величина просвіту судин змінюється під впливом різних нервових і гуморальних факторів. При звуженні судин швидкість руху крові збільшується, а при їх розширенні – зменшується. Рух крові по дрібних судинах (капілярах, артеріолах, венулах) зручно спостерігати в прозорих перетинках жаби (плавальній перетинці), брижейці, язиці, легенях.
Контрольні питання.
1. Характеристика руху крові в артеріях, венах, капілярах.
2. Швидкість руху крові в різних судинах.
3. Роль лімфи в організмі.
4. Теорії лімфоутворення.
Мета роботи.
1) Спостереження капілярного кровотоку в різних органах жаби.
2) Визначення швидкості руху крові в капілярах.
Матеріали і обладнання. Жаба, мікроскоп, дерев'яна дощечка з овальним отвором, ножиці, пінцет, шпильки, 1 %- ний NаСl, ефір.
Хід роботи
Жабу під наркозом (спиртовим або ефірним) фіксують на дощечці догори спинкою з таким розрахунком, щоб голова знаходилась біля отвору в дерев'яній дощечці. Пінцетом витягують у жаби язик, розправляють його над отвором і фіксують шпильками. Дощечку з жабою поміщають на предметний столик мікроскопа і розглядають під малим збільшенням рух крові в судинах язика. Звертають увагу на рух крові в артеріях, венах, капілярах. Потім язик зволожують 1 %-ним розчином NаСl і продовжують спостереження. Рух крові також зручно спостерігати в плавальній перетинці задньої лапки, в брижейці та легенях.








IX. ДИХАННЯ
Дихання – це сукупність процесів, які забезпечують поглинання кисню та виділення вуглекислого газу в атмосферу. Основою дихальноії функції є тканинні окисно-відновні процеси, що забезпечують обмін енергії в організмі.
Суть дихання полягає в забезпеченні процесів, за допомогою яких клітини тканин тварин споживають кисень, а віддають вуглекислий газ, перетворюючи енергію в форму, доступну для біологічного використання. Кисень забезпечує основні біохімічні окислювальні процеси, які звільняють енергію, а тому життя та діяльність тварин неможливі навіть при незначному дефіциті кисню в організмі.
В процесі дихання розрізняють: обмін повітря між зовнішнім середовищем та альвеолами (зовнішнє дихання), перенесення газів кров'ю, споживання кисню клітинами та виділення ними вуглекислого газу (клітинне життя).
РОБОТА 9.1. МЕХАНІЗМИ ДИХАЛЬНИХ РУХІВ (СХЕМА ДОНДЕРСА). ФУНКЦІЯ МИГОТЛИВОГО ЕПІТЕЛІЮ ДИХАЛЬНИХ ШЛЯХІВ
Дихання – це складний рефлекторний акт. У ньому беруть участь легені, верхні дихальні шляхи, діафрагма, м'язи грудної стінки і живота. Регуляція дихання здійснюється за рахунок нервової і гуморальної систем. У дихальних шляхах відбувається нагрівання повітря, яке надходить іззовні, його зволоження і очищення. Внаслідок руху війок миготливого епітелію затримані частинки разом із слизом рухаються в бік зовнішніх дихальних шляхів і виводяться з організму.
Контрольні питання.
1. Чому легені йдуть за рухом грудної стінки?
2. Механізм вдиху і видиху.
3. Які м'язи відносяться до інспіраторів, а які до експіраторів?
4. Особливості будови і функції дихального апарату у птахів.
Мета роботи.
1) Визначити на моделі Дондерса зміни об’єму легень і еластичну напругу легень при акті дихання.
2) Простежити за рухом війок миготливого епітелію.
Матеріали і обладнання. Тварина, пневмограф, капсула з пером, кімограф, апарат Дондерса, жаба, канюля, нитки, сажа, набір інструментів.
Апарат Дондерса складається із скляного ковпака, шийка якого закривається пробкою з двома отворами. В один з них вводять канюлю, кінець якої вставляють в трахею з легенями, попередньо вирізаними у жаби. В другий отвір вставляють скляну трубку, з'єднану з водяним манометром. Нижню частину ковпака затягують гумовою мембраною (діафрагмою). При відтягуванні діафрагми вниз спостерігають вдих, а при повертанні її у висхідну позицію – видих. Слідкують за змінами розміру легень і шкалою манометра.
Хід роботи
а) Запис дихальних рухів (пневмографія).
Фіксують пневмограф на грудній стінці тварини і з'єднують гумовою трубкою з капсулою Марея. Капсулу з'єднують з пером, яке на кімографі реєструє дихальні рухи.






б) Спостереження за руховою функцією миготливого епітелію.
Жабу фіксують на дощечці животом догори, гачком на нитці відтягують назад нижню щелепу. На піднебіння жаби наносять невелику кількість сажі і спостерігають за її пересуванням.
У жаби вирізають шматочок слизової оболонки піднебіння і кладуть вільною поверхнею на скло, зволожене фізрозчином, і накривають покривним склом. Під мікроскопом розглядають рух війок миготливого епітелію.







РОБОТА 9.2. ВИЗНАЧЕННЯ ЖИТТЄВОЇ ЄМКОСТІ ЛЕГЕНЬ
Газообмін в легенях відбувається внаслідок різниці парціального тиску, при якому кисень повітря переходить в кров, а надлишок вуглекислого газу з крові виходить у порожнину альвеол. Крім ритмічних дихальних рухів, які забезпечують вентиляцію легень, можна також спостерігати за особливими дихальними рухами. Деякі з них викликають рефлекторно кашель, чхання, інші довільно – мукання, іржання (в зв'язку з фонацією).
Максимальний об’єм повітря, який можна видихнути після найглибшого вдиху, називається життєвою ємкістю легень. Вона складається з дихального, додаткового і резервного повітря.
Контрольні питання.
1. Що таке життєва ємкість легень та залишкове повітря?
2. Як визначити хвилинний об'єм легеневої вентиляції?
3. Які фактори впливають на зміни життєвої емкості?
4. Будова спірометра.
Мета роботи.
1) Ознайомитись з методикою визначення життєвої ємкості легень.
2) Визначити життєву ємкість легень та окремі фракції повітря у людини.
Матеріали і обладнання. Спірометри, носові зажими, вода, спирт, вата.
Життєву ємкість легень визначають за допомогою спірометра. Спірометр складається з двох металевих циліндрів: зовнішнього, в який наливається вода, і внутрішнього, вставленого догори дном у зовнішній циліндр. На внутрішньому циліндрі є шкала, яка показує об’єм повітря.
Крім водяного спірометра, для вимірювання життєвої ємкості легень можна користуватися сухим спірометром. Він являє собою повітряну турбіну, яка крутиться внаслідок дії струменю повітря, що видихається. Величину об'єму повітря визначають за шкалою приладу. Шкалу можна повертати, що дозволяє встановити стрілку на нуль перед кожним вимірюванням. Видих повітря з легень здійснюється через мундштук.
Хід роботи
а) Спірометрія у людини.
Після декількох спокійних вдихів та видихів піддослідний здійснює максимальний вдих з подальшим максимальним видихом в спірометр (життєва ємкість легень).








б) Визначення окремих фракцій життєвої ємності легень.
Дослідник після нормального вдиху робить спокійний видих у спірометр (дихальне повітря). Після нормального видиху, не роблячи вдиху, дослідник здійснює максимальний видих у спірометр (резервне або запасне повітря).







РОБОТА 9.3. ВИМІРЮВАННЯ ТЕМПЕРАТУРИ ТІЛА
Постійна (в нормі) температура тіла є однією з основних фізіологічних констант. Стала температура тіла підтримується на одному рівні незалежно від умов навколишнього середовища. Постійність температури тіла називається ізотермією або теплокровним гомеостазом.
Ізотермія властива лише теплокровним (гомойотермним) тваринам. У холоднокровних (пойкілотермних) тварин у зв'язку з недосконалою системою терморегуляції температура тіла залежить від умов навколишнього середовища.
Ізотермія підтримується за рахунок рівноваги між процесами утворення тепла (хімічна терморегуляція) та віддачею його в навколишнє середовище (фізична терморегуляція). Вищий центр терморегуляції знаходиться в гіпоталамусі.
Для вимірювання температури у сільськогосподарських і лабораторних тварин використовують ртутні або електричні термометри різних типів.
Контрольні питання.
1. Яких тварин називають гомойотермними, а яких пойкілотермними?
2. Охарактеризуйте хімічну і фізичну фази терморегуляції.
3. Де знаходяться центри регуляції температурного гомеостазу?
4. Які фактори впливають на процеси теплоутворення і тепловіддачі в організмі?
5. Особливості процесів терморегуляції у різних тварин.
Мета роботи.
1) Ознайомитися та оволодіти методикою визначення температури тіла у тварин ртутним термометром і електротермометром.
2) Ознайомитися з методикою визначення температури шкіри у тварин за допомогою електротермометра.
Матеріали і обладнання. Термометри ртутні, термометри електричні, вазелін, вата, затискувачі для фіксації ртутних термометрів, дослідні тварини (корова, вівця, свиня, кріль).
Хід роботи
а) Визначення температури тіла у тварин.
Тварину (корову, вівцю, свиню) фіксують в станку. Підійшовши з лівого боку до тварини, у неї відводять хвіст і легкими коловими рухами руки вводять в пряму кишку на 5 хвилин ртутний термометр, попередньо змащений вазеліном. Щоб термометр не випав і не розбився, його прив'язують шовковою ниткою до затискувача, який прикріплюють до волосяного покриву тварини.
Для визначення температури тіла тварини за допомогою електричного термометра в пряму кишку вводять спеціальний датчик. У птахів ртутний термометр або датчик електричного термометра вводять у клоаку. Після визначення температури ртутний термометр або датчик витирають ватою і дезінфікують.





б) Визначення температури різних ділянок шкіри.
Дослід проводять на собаці або свині. Температуру в різних ділянках тіла визначають за допомогою електротермометра, використовуючи при цьому поверхневий датчик. Після витримки датчика протягом 10–15 с знімають показники шкали термометра і прикладають датчик до іншої ділянки шкіри. Вимірювання температури в різних ділянках шкіри проводять згідно таблиці 1. Сюди ж заносять і результати вимірювань.
Таблиця 1.
№ п/п

Ділянка шкіри

Температура, ° С

Вид тварини


1.

Вушна раковина






2.

Носове дзеркало






3.

Голова (лоб)






4.

Спина






5.

Черевна стінка (біла лінія)






6.

Грудна стінка






7.

Передпліччя






8.

Плече






9.

Гомілка






10.

Стегно







Роблять висновок, що температура на різних ділянках шкіри неоднакова, вона залежить від пігментації, виду тварини, наявності волосяного покриву, стану здоров'я.










X. ОБМІН РЕЧОВИН I ЕНЕРГІЇ
Мета цього розділу – допомогти студентам засвоїти методи дослідження енергетичного балансу і обміну речовин в організмі, обгрунтувати методику розрахунку енергетичної цінності харчових продуктів і т. ін.
Це необхідно не лише лікарям ветеринарної медицини, а й зооінженерам, які складають щоденні раціони годівлі тварин.

РОБОТА 10.1. ВИЗНАЧЕННЯ ГАЗООБМІНУ ЗА МЕТОДОМ ДУГЛАСА-ХОЛДЕНА
У фізіологічних дослідженнях для визначення витрат енергії використовується порівняно простий метод непрямої калориметрії, за допомогою якого витрати енергії визначають непрямим шляхом (за об'ємом поглинутого кисню і об'ємом виділеного за цей же час вуглекислого газу).
Визначення витрат енергії за газообміном можливе тому, що основним процесом, внаслідок якого звільняється енергія, є процес окислення. Поглинутий твариною кисень окислює органічні речовини (білки, жири, вуглеводи), внаслідок чого звільнюється певна кількість тепла, а самі речовини розпадаються до своїх кінцевих продуктів.
Кількість тепла, яка звільняється в організмі при використанні 1 л кисню, називається калоричним коефіцієнтом.
Контрольні питання.
1. Дихальний коефіцієнт і причини його змін.
2. Суть методів прямої і непрямої калориметрії.
3. Як виконується розрахунок величин енергетичного обміну?
4. Що таке калориметрична бомба?
Мета роботи. Засвоїти методику визначення газообміну за Дугласом -Холденом.
Матеріали і обладнання. Дихальна маска, мішок Дугласа, газовий лічильник, барометр, термометр, газоаналізатор Холдена, таблиця для визначення об'єму газу в нормальному стані, тварина.
Хід роботи
Повітря, яке видихає тварина, збирають за допомогою маски, через газовий лічильник у мішок Дугласа. За показниками газового лічильника підраховують об'єм повітря, який видихнула тварина за одиницю часу. Враховують атмосферний тиск і температуру повітря, а потім за таблицею знаходять коефіцієнт поправки і прирівнюють об'єм видихнутого повітря до нормальних умов, тобто до об'єму, який би повітря займало при 0 °С і атмосферному тиску 760 мм рт. ст.
За допомогою апарата Холдена визначають кількість кисню і вуглекислого газу у видихнутому повітрі.
Апарат Холдена складаєтъся з таких частин:
1) вимірювальної бюретки для взяття проб крові і вимірювання його об'єму;
2) запиральної посудини, з'єднаної через кран і гумову трубку з нижнім кінцем вимірю-вальної бюретки. Піднімаючи і опускаючи ці посудини, можна змінювати рівень ртуті і засмоктувати або виштовхувати з неї повітря;
3) двох поглинальних посудин, що мають форму ампул, всередині яких розташовані дрібні трубочки для збільшення поверхні дотику повітря з поглиначем. Нижній кінець кожної посудини з’єднується з відкритою лійкою, а верхній має триходовий кран для з'єднання з вимірювальною бюреткою.
Одну посудину заповнюють 15–20 %-ним розчином їдкого калію для поглинання СО2, другу посудину заповнюють розчином пірогалолу для поглинання О2.
Для дослідження в бюретку набирають пробу повітря в об'ємі 10 мл. Багаторазовими коливаннями ртуті забезпечують тісний контакт між пробою повітря і лужним поглиначем, а потім визначають в бюретці об'єм повітря, що залишився.
За зменшеним об'ємом підраховують вміст СО2 в повітрі. Цій же пробі повітря забезпечують тісний контакт з пірогалолом. Із зменшенням їх об’єму визначають кількість вдихнутого О2.
Встановивши склад повітря, яке вдихнулось та видихнулось, визначають дихальний коефіцієнт – відношення об'єму виділеного СО2 до О2, а потім за таблицею визначають калоричний еквівалент 1л О2.
Виконують розрахунки величин енергетичного обміну.








РОБОТА 10.2. ВИЗНАЧЕННЯ ГАЗООБМІНУ ЗА МЕТОДОМ В.В. ПАШУТІНА
Джерелом енергії в організмі є окисно-відновні процеси, при яких поглинається кисень і виділяється вуглекислий газ. В зв'язку з цим, є можливість визначення енергетичних затрат організму на основі дослідження газообміну, тобто за кількістю поглинутого вуглекислого газу. Цей спосіб отримав назву прямої калориметрії. Для тривалих досліджень газообміну застосовують спеціальні респіраційні камери. Зручні їх моделі сконструйовані і описані В.В. Пашутіним.
Контрольні питання.
1. Як визначають величину енергетичного обміну за В.В. Пашутіним?
2. Масковий метод непрямої калориметрії.
3. Теоретичне і практичне значення методів прямої і непрямої калориметрії.
4. Що таке дихальний коефіцієнт?
Мета роботи. Засвоїти методику газообміну за методом В.В. Пашутіна.
Матеріали і обладнання. Тварина (кріль, морська свинка), герметична камера для тварин, колби з їдким лугом, сірчаною кислотою, насос Комовського.
Хід роботи
На початку проводять зважування тварини і посудин з поглиначами з точністю до десятих грама. Потім тварину поміщають в камеру (на період не більше однієї години), і за допомогою насоса Комовського створюють рух повітря через всю установку. Після закінчення досліду знову зважують тварину, сечу і кал (якщо є), а також посудини з поглиначами. Різниця в масі колб з сірчаною кислотою покаже кількість води, яка виділилась з організму за період досліду, а різниця в масі колб з їдким калієм покаже кількість вуглекислого газу, що виділився за цей же період. За різницею між масою всіх виділень і зменшенням маси тварини визначають кількість кисню, який вдихнули за період досліду. Знаючи кількість вуглекислого газу і поглинутого кисню, розраховують дихальний коефіцієнт, а потім визначають величину енергетичного обміну.







XI. ВНУТРІШНЯ СЕКРЕЦІЯ. РОЗМНОЖЕННЯ. ЛАКТАЦІЯ
Ендокринні залози, а також деякі інші тканини організму, синтезують біологічно активні речовини – гормони. Гормони можуть бути білками, поліпептидами, похідними амінокислот, ліпідами і стероїдами. Спектр дії гормонів надзвичайно широкий. Вони регулюють ріст і розвиток тварини, впливають на обмін речовин, підтримують гомеостаз, регулюють процеси адап-тації до навколишнього середовища. Гормони впливають на репродуктивну функцію тварин, а також на процеси утворення та виділення молока.

РОБОТА 11.1. ДІЯ АДРЕНАЛІНУ НА ЗІНИЦЮ ІЗОЛЬОВАНОГО ОКА ЖАБИ
Гормон мозкового шару наднирників адреналін є похідним тирозину. Безпосереднім попередником адреналіну при його синтезі в нирках є норадреналін. Адреналін і норадреналін називають симпатоміметичними амінами, тому що вони діють на органи і тканини аналогічно дії симпатичних нервів. Адреналін впливає на різні функції організму, в тому числі і на внутрішньоклітинні процеси обміну речовин. Наприклад, він посилює розпад глікогену до глюкози, зменшує його запаси в печінці і м’язах. Адреналін викликає посилення і збільшення частоти серцевих скорочень, покращує проведення збудження в серці, пригнічує скорочення гладеньких м'язів шлунка і тонкого кишечнику. Адреналін викликає збільшення діаметра зіниці ока, яке зумовлене його дією на радіальні м'язи.
Контрольні питання.
1. Що таке гормони, де вони утворюються?
2. Чому залози, які секретують гормони, називають залозами внутрішньої секреції?
3. Перерахуйте основні залози внутрішньої секреції.
4. Що таке адреналін, де він утворюється, яка його фізіологічна роль?
5. Механізми регуляції діаметра зіниці ока.
Мета роботи. Вивчити дію адреналіну на зіницю.
Матеріали і обладнання. Жаба, дві чашки Петрі, фізіологічний розчин, розчин адреналіну, піпетка, набір інструментів.
Хід роботи
У жаби відрізають верхню щелепу за очима, обережно вирізають обидва очних яблука і розміщають кожне з них у чашку Петрі з фізрозчином. В одну чашку додають одну-дві краплини адреналіну. Через 20–30 хв спостерігають за станом зіниці.








РОБОТА 11.2. ДІЯ АДРЕНАЛІНУ І ПІТУЇТРИНУ НА ЗМІНУ ПІГМЕНТАЦІЇ ШКІРЯНОГО ПОКРИВУ ЖАБИ
Серед тварин широко розповсюджена властивість до зміни забарвлення внаслідок переміщення пігментів в певних клітинах покривних тканин.
Серед хребетних ця властивість характерна для амфібій та рептилій, серед безхребетних – для ракоподібних, головоногих, молюсків та ін.
Хроматофори – спеціальні пігментні клітини, які розташовані в шкірі, а нерідко – і в більш глибоких тканинах. Вони мають здатність викликати перерозподіл пігментів, які знаходяться в них, що супроводжується зміною загального забарвлення тварин. Якщо пігмент сконцентрований в маленьких кульках (зернистий стан), то він майже не впливає на загальне забарвлення; якщо ж він розподіляється по великій поверхні (сітчастий стан), то забарвлення всієї поверхні тварини приймає його відтінок.
На думку багатьох дослідників, активність хроматофорів регулюється нервовою та гуморальною системами. Зміна забарвлення тварини часто виникає рефлекторно, внаслідок дії зовнішніх подразників і має захисний характер. Припущення про участь гормонів у зміні забарвлення вперше було встановлено після того, як жабі зробили ін’єкцію адреналіну і шкіра посвітлішала.
Пітуїтрин отримують шляхом екстракції з гіпофізу, він містить окситоцин, вазопресин і меланоформний гормон, який розширює пігментні клітини шкіри.
Контрольні питання.
1. Механізм зміни пігментації покриву шкіри жаби під впливом адреналіну і пітуїтрину.
2. Що являє собою пітуїтрин? Механізм його дії.
3. Місце утворення меланоформного гормону і механізм його дії.
Мета роботи. Вивчити вплив адреналіну і пітуїтрину на хроматофори покриву шкіри жаби.
Матеріали і обладнання. Жаба, адреналін (1:1000), пітуїтрин, три скляні 0,5-літрові пронумеровані банки, шприц на 1 мл.
Хід роботи
Підбирають три однаково пігментовані жаби. Першій жабі в спинний лімфатичний мішок вводять 0,5 мл адреналіну, другій – 0,5 мл пітуїтрину, а третю залишають для контролю. Кожну жабу поміщають в окрему банку. Через 10 хвилин починають спостерігати за змінами пігментації шкіряного покриву першої жаби. Через 30–40 хвилин спостерігають за змінами пігментації шкіряного покриву другої жаби і порівнюють з контролем.








РОБОТА 11.3. ВПЛИВ ЖІНОЧИХ СТАТЕВИХ ГОРМОНІВ НА ВИДІЛЕННЯ СПЕРМАТОЗОЇДІВ У САМЦІВ ЖАБ
В сироватці крові та сечі вагітних тварин є значна кількість гормонів, які секретуються плацентою, таких як прогестерон, хоріональний гонадотропін та ін. Введення самцям жаб сироватки крові або сечі вагітних викликає посилення сперматогенезу і виділення сперматозоїдів в клоаку. Цей тест інколи використовують для діагностики вагітності жінок.
Контрольні питання.
1. Естрогени та їх фізіологічне значення.
2. Гонадотропні гормони, їх дія і місце утворення.
3. Роль прогестерону.
Мета роботи. Встановити наявність впливу жіночих статевих гормонів на виділення сперматозоїдів у жаб-самців.
Матеріали і обладнання. Жаба-самець, сироватка крові вагітних тварин (кобили, корови, свині), шприц, пастерівська піпетка, фізіологічний розчин, предметне і покривне скло, мікроскоп.
Хід роботи
У вагітної самки беруть кров у пробірку і отримують сироватку крові згідно методики, описаної в роботі 7.1.
У жаби-самця пастерівською піпеткою беруть з клоаки вміст, наносять на предметне скло, покривають покривним склом, і під малим збільшенням мікроскопа перевіряють на відсутність сперміїв. Потім шприцом вводять самцю в область спини 3–5 мл сироватки крові. Через 30–60 хвилин після ін'єкції у жаби з клоаки піпеткою беруть вміст, наносять його на предметне скло, покривають покривним склом і під мікроскопом визначають наявність сперміїв, їх кількість і рухливість.









РОБОТА 11.4. ВПЛИВ ЕСТРОГЕНІВ НА СТАТЕВУ ФУНКЦІЮ ТВАРИН
Естрогенні гормони (естрадіол, естрон, естріол) впливають на розвиток вторинних статевих ознак самок і викликають розростання слизової оболонки піхви, рогів матки, яйцепроводів, посилюють скорочення м'язів і яйцепроводів. Свою дію естрогени проявляють і на ізольовану матку. Поряд з цим, естрогени мають і загальну дію на організм тварини, змінюють її інстинкти, поведінку відносно осіб іншої статі.
Контрольні питання.
1. Роль жіночих статевих гормонів, місце їх утворення.
2. Стадії статевого циклу у тварин і їх характеристика.
3. Методи визначення стадій статевого циклу у тварин.
4. Що таке статевий сезон?
Мета роботи. В дослідах на білих мишах вивчити вплив статевих гормонів на перебіг статевого циклу.
Матеріали і обладнання. Інфантильна або кастрована мишка, сеча або сироватка крові вагітної тварини, шприц з голкою, предметне скло, фізіологічний розчин, піпетка, спиртівка, розчин метиленової сині, мікроскоп.
Хід роботи
В крові та сечі вагітних міститься велика кількість жіночих статевих гормонів. Тому при підшкірному введенні статевонезрілим мишкам сироватки крові, або сечі вагітних, у них з'являється тічка. Статевий цикл у мишей триває 6–7 днів.
Інфантильній або кастрованій мишці завчасно на протязі трьох днів підшкірно вводять по 1 мл сечі або сироватки крові двічі на добу. Через 24, 48, 72 години після останньої ін'єкції у неї беруть вагінальні мазки. Для цього піпеткою вводять в піхву декілька краплин фізіологічного розчину і промивають ним слизову оболонку. Цю рідину по краплині наносять на предметне скло і роблять мазки. Мазки сушать на повітрі, фіксують на полум'ї спиртівки і фарбують розчином метиленової сині (п'ять крапель насиченого розчину на 1 мл води) 7–10 хвилин. Потім промивають водою, сушать і розглядають під мікроскопом (об’єктив 40х).
Студенти на заняттях розглядають раніше приготовлені вагінальні мазки. За картиною вагінальних мазків визначають стадії статевого циклу у миші і роблять висновки про дію статевих гормонів.








РОБОТА 11.5. РЕГУЛЯЦІЯ МОЛОКОВІДДАЧІ
Лактацією називають процес утворення та виділення молока з молочних залоз. Лактацією називають також період часу, на протязі якого тварина лактує, тобто утворює молоко. Наприклад, лактація у корови триває в нормі 305 днів, у свиней – 60 днів. Молочні залози – анатомічна ознака ссавців. Вони є вторинною статевою ознакою, відносяться до системи органів розмноження і знаходяться в тісному функціональному зв'язку із статевими залозами.
Секреція молока є складним нейросекреторним актом. Одного разу почавшись, лактація підтримується систематичним спорожнінням вимені, а також певною "наладкою" центральної нервової системи, домінантою лактації. Надзвичайно велику роль при цьому відіграють гормони пролактин і окситоцин.
Контрольні питання.
1. Регуляція молокоутворення і молоковіддачі.
2. Цистернальне, альвеолярне, протокове і залишкове молоко. Різниця в його складі.
3. Фізіологічні основи застосування машинного доїння. Його переваги і недоліки.
Мета роботи. Вивчити вплив різних факторів на процес молоковіддачі.
Матеріали і обладнання. Лактуюча коза, корова, станок, установка для подразнення індукційним струмом, посуд для молока, молочний катетер.
Хід роботи
а) Прояв безумовного рефлексу молоковіддачі.
Тварину фіксують в станку. Прикріплюють до основи одного соска електроди від вторинної котушки. В другий сосок вставляють катетер. Отримують цистернальне молоко і заміряють його кількість.
На протязі 15–20 с подразнюють другий сосок індукційним струмом середньої сили. Відзначають час від початку подразнення до появи частинок краплин або цівки молока з катетера.
Отримують альвеолярне молоко, заміряють його кількість. Роблять висновок про рефлекторний механізм молокоутворення.






б) Прояв умовного рефлексу виведення молока.
У лактуючої кози, корови попередньо викликають утворення умовного молоковидільного рефлексу на дзвінок одночасно з введенням пітуїтрину.
Під час досліду козу, корову поміщають в станок, у сосок вводять катетер, отримують молоко і заміряють його кількість. Вмикають умовний подразник (дзвінок) на 1 хв, після чого проводять підшкірну ін’єкцію фізіологічного розчину. Спостерігають за молоковиділенням протягом 5–7 хв. Результати записують і аналізують.







РОБОТА 11.6. ДОСЛІДЖЕННЯ ПРОБ МОЛОКА ПІД МІКРОСКОПОМ
Молоко – рідина жовто-білого або голубувато-білого забарвлення, має деякі складові частини, які не входять до складу крові. Порівняно з плазмою крові в молоці корови в 90–95 разів більше цукру, в 20 разів жиру, в 14 кальцію, в 9 разів калію і т. ін. У той же час, в молоці вдвічі менше білків, ніж у плазмі, в 7 разів менше натрію.
Контрольні питання.
Що являють собою жирові кульки молока, їх розміри і кількість.
Кількість жиру в молоці у різних тварин.
В яких відділах травного каналу відбувається ферментативне розщеплення жиру молока?
Мета роботи. За допомогою мікроскопа розглянути та підрахувати кількість жирових кульок, які містяться в молоці.
Матеріали і обладнання. Свіже молоко, мікроскоп, окуляр-мікрометр, колби або склянки на 50–100 мл, мірна колба на 250 мл, піпетки на 1 і 5 мл, скляні палички, камера Горяєва, предметні і покривні скельця, дистильована вода.
Хід роботи
а) Розглядання молочного жиру під мікроскопом.
В склянку відмірюють 5 мл молока і розводять дистильованою водою в 5 разів. Скляною паличкою наносять краплину розведеного молока на предметне скло, накривають покривним склом і розглядають під мікроскопом при збільшенні 15 х 40. За допомогою окуляр-мікрометра визначають діаметр кульок.







б) Підрахунок жирових кульок.
1 мл молока розводять у колбі дистильованою водою в 250 разів. Вміст колби ретельно змішують. Потім беруть краплину молока і заправляють підготовлену камеру Горяєва. Підрахунок кульок проводять за методикою підрахунку еритроцитів, яка описана в роботі 7.3.





ЗМІСТ

I. Вступ..............................................................................................................................................................3
Робота 1.1. Техніка безпеки і ознайомлення з основною апаратурою, обладнанням та піддослідними
тваринами фізіологічної лабораторії..............................................................................................................3
Робота 1.2. Загальні методи фізіологічних досліджень................................................................................8
II. Фізіологія м'язів і нервів..........................................................................................................................9
Робота 2.1. Приготування нервово-м'язового препарату..............................................................................9
Робота 2.2. Вивчення збудливості та провідності нерва і м'яза...................................................................10
Робота 2.3. Вплив подразників різної сили на м'язове скорочення.............................................................11
Робота 2.4. Види м'язових скорочень.............................................................................................................11
Робота 2.5. Спостереження явища втоми м’яза під час його роботи..........................................................13
Робота 2.6. Вплив величини навантаження на роботу м'яза та визначення абсолютної сили
м'яза....................................................................................................................................................................14
Робота 2.7. Біоелектричні явища в тканинах (досліди Гальвані та Матеуччі)...........................................14
Робота 2.8. Дія постійного електричного струму на нерв............................................................................16
III. Фізіологія центральної нервової системи...........................................................................................17
Робота 3.1. Рефлекси спинного мозку............................................................................................................17
Робота 3.2. Властивості нервових центрів.....................................................................................................19
IV. Вища нервова діяльність........................................................................................................................21
Робота 4.1. Вироблення умовних рефлексів..................................................................................................21
Робота 4.2. Гальмування умовних рефлексів.................................................................................................22
V. Фізіологія аналізаторів..............................................................................................................................23
Робота 5.1. Вивчення зорового аналізатора....................................................................................................24
Робота 5.2. Вивчення слухового аналізатора..................................................................................................25
Робота 5.3. Вивчення аналізатора шкіри.........................................................................................................26
VI. Фізіологія травлення. Травний канал і його основні функції..........................................................28
Робота 6.1. Виділення слини на харчові та неїстівні речовини.....................................................................29
Робота 6.2. Визначення ферментативних властивостей слини.....................................................................31
Робота 6.3. Секреція шлункового соку............................................................................................................32
Робота 6.4. Дія ферментів шлункового соку на білки....................................................................................33
Робота 6.5. Евакуація вмісту шлунка в кишечник..........................................................................................34
Робота 6.6. Дія жовчі та підшлункового соку на жири..................................................................................35
Робота 6.7. Моторна діяльність травного каналу...........................................................................................36
Робота 6.8. Дослідження пристінного (мембранного) травлення в кишечнику........................................37
Робота 6.9. Дослідження інфузорій рубця......................................................................................................38
VII. Фізіологія крові........................................................................................................................................39
Робота 7.1. Отримання плазми, сироватки, фібрину та дефібринованої крові...........................................39
Робота 7.2. Підрахунок кількості еритроцитів...............................................................................................41
Робота 7.3. Підрахунок кількості лейкоцитів.................................................................................................42
Робота 7.4. Визначення кількості гемоглобіну...............................................................................................43
Робота 7.5. Визначення груп крові та резус-фактора.....................................................................................44
VIII. Фізіологія серця та судин......................................................................................................................46
Робота 8.1. Вивчення діяльності серця............................................................................................................46
Робота 8.2. Властивості серцевого м'яза. Автоматія серця............................................................................48
Робота 8.3. Електрокардіографія......................................................................................................................49
Робота 8.4. Визначення кров’яного тиску.......................................................................................... ............50
Робота 8.8. Спостереження руху крові під мікроскопом...............................................................................52
IX. Дихання.......................................................................................................................................................52
Робота 9.1. Механізм дихальних рухів (схема Дондерса) і функція миготливого епітелію дихальних шляхів.................................................................................................................52
Робота 9.2. Визначення життєвої ємкості легень...........................................................................................53
Робота 9.3. Вимірювання температури тіла....................................................................................................54
X. Обмін речовин і енергії..............................................................................................................................56
Робота 10.1. Визначення газообміну за методом Дугласа-Холдена.............................................................56
Робота 10.2. Визначення газообміну за методом В. В. Пашутіна.................................................................57
XI. Внутрішня секреція. Розмноження. Лактація.....................................................................................58
Робота 11.1. Дія адреналіну на зіницю ізольованого ока жаби.....................................................58
Робота 11.2. Дія адреналіну і пітуїтріну на зміну пігментації шкіряного покриву жаби...................58
Робота 11.3. Вплив жіночих статевих гормонів на виділення сперміїв у самців жаб.............................59
Робота 11.4. Вплив естрогенів на статеву функцію тварин............................................................................60
Робота 11.5. Регуляція молоковіддачі.............................................................................................................. 60
Робота 11.6. Дослідження проб молока під мікроскопом...............................................................................61













































Робочий зошит
для лабораторних робіт з фізіології сільськогосподарських тварин










Саморай Микола Миколайович
Шмаюн Сергій Степанович
Ніщеменко Микола Прокопович
Краєвський Аполлінарій Йосипович
Прокопішина Тетяна Борисівна



Редактор О.М. Т р е г у б о в а
Комп’ютерна верстка: О. В. К у х а р є в а

























Здано до складання . .2006 р. Підписано до друку . .2006 р.
Формат 60Ч84 1/8. Ум. др. арк. 10,9. Тираж 350. Зам. 1795. Ціна 5 грн 40 к.
Сектор оперативної поліграфії РВІКВ БДАУ.
09117, Біла Церква, Соборна площа, 8/1; тел. 3–11–01.








13PAGE 14115


13PAGE 15


13PAGE 14915




Root Entry

Приложенные файлы

  • doc 31631
    Размер файла: 648 kB Загрузок: 0

Добавить комментарий